實驗動物學實驗及實驗動物采血方法

實驗一常用實驗動物技術介紹目的了解并熟悉實驗動物實驗操作的基本方法和技術。內容注射方法；麻醉方法；動物編號的方法；采血；動物性別鑒定；動物的致死。學習打結、縫合、固定動物等。播放錄像《太行山獼猴》、《動物的捉拿和給藥途徑》。用品大白鼠、小白鼠、蟾蜍、家兔，常用手術器械、注射器、小木錘、大小鼠固定器，戊巴比妥鈉，乙醚、士的寧、乙醚、氯仿、氯化鉀、一氧化碳、二氧化碳常用實驗動物性別鑒定1、大、小鼠的性別鑒定離乳仔鼠性別鑒定主要以生殖器與肛門之間的距離長短及肛門與生殖器有無被毛為標志。識別要點是：①雄性的生殖器與肛門之間的距離較遠，雌鼠較近；②雄性的生殖器與肛門之間有毛；③雄性的生殖器突起較雌鼠大；④雌鼠乳頭較雄鼠明顯。成熟后，雄性可見陰囊,雌性乳頭明顯而易于區(qū)分。2、豚鼠的性別鑒定豚鼠的性別鑒定主要是通過生殖器形態(tài)來判斷。雌性外生殖器陰蒂突起比較小，用拇指按住陰蒂突起，余指撥開大陰唇的皺褶，可見陰道口呈”V”形（注意發(fā)情間期的閉鎖現(xiàn)象，即一種除了發(fā)情和分娩時外，關閉陰道口的細胞結構）；雄性外生殖器有包皮覆蓋的陰莖小隆起，用拇指按住其基部包皮，可見龜頭向外突出。3、兔子的性別鑒定幼兔的性別鑒定主要以尿道開口部與肛門之間的距離及尿道開口部的形狀來判別。哺乳期仔兔，雄性尿道開口部與肛門之間的距離較遠，為雌性的1.5－2倍，雌性較近。雌性尿道開口扁形，大小與肛門同；雄性圓形，略小于肛門。1月齡仔兔，雄性生殖孔呈圓形，翻出可見呈圓柱體的突起；雌性生殖孔呈Y形，翻出僅見有裂縫，裂縫及于肛門。3月齡以上成年兔，雄性陰囊明顯而雌性無陰囊；雄性頭大短而圓而雌性頭小略呈長形。4、貓的性別鑒定幼貓的性別是根據(jù)生殖器與肛門的距離來判斷。距離遠者為雄性，距離近者為雌性。5、猴類的性別鑒定猴類性別的區(qū)分較為困難。首先檢查尿道開口，許多雌性動物有較大的陰蒂，其腹側形成溝狀通向尿道口，而雄性動物的尿道開口在陰莖頭上。觸摸陰囊內是否有睪丸是確定其雌雄的最可靠辦法。常用實驗動物處死大鼠和小鼠的處死方法1、脊椎脫臼法右手抓住鼠尾用力向后拉，同時左手拇指與食指用力向下按住鼠頭，將脊髓與腦髓拉斷，鼠便立即死亡。2、斷頭法實驗者戴上棉紗手套，用右手握住大鼠頭部，左手握住背部，露出頸部，助手用剪刀在鼠頸部將鼠頭剪掉。小鼠處死法相同。3、擊打法右手抓住鼠尾，提起，用力摔擊其頭部，鼠痙攣后立即死亡。用小木錘用力擊打鼠頭部也可致死。4、急性大失血法可采用鼠眼眶動脈和靜脈急性大量失血方法使大小鼠立即死亡。5、化學致死法吸入一氧化碳，大、小鼠在一氧化碳濃度為0.2-0.5%環(huán)境中即可致死。皮下注射士的寧，吸入乙醚、氯仿，均可致死。士的寧注射量，小鼠為0.76～2.0mg/kg體重，大鼠3.0-3.5ml/kg體重。氯化鉀處死大鼠劑量：25%溶液0.6ml/只靜脈注入。實驗動物的處死方法很多，應根據(jù)動物實驗目的、實驗動物品種（品系）、以及需要采集標本的部位等因素，選擇不同的處死方法。無論采用哪一種方法，都應遵循安樂死的原則。安樂死是指在不影響動物實驗結果的前提下，使實驗動物短時間無痛苦地死亡。處死實驗動物時應注意，首先要保證實驗人員的安全；其次要確認實驗動物已經(jīng)死亡，通過對呼吸、心跳、瞳孔、神經(jīng)反射等指征的觀察，對死亡作出綜合判斷；再者要注意環(huán)保，避免污染環(huán)境，還要妥善處理好尸體。一、頸椎脫臼處死法此法是將實驗動物的頸椎脫臼，斷離脊髓致死，為大、小鼠最常用的處死方法。操作時實驗人員用右手抓住鼠尾根部并將其提起，放在鼠籠蓋或其他粗糙面上，用左手拇指、食指用力向下按壓鼠頭及頸部，右手抓住鼠尾根部用力拉向后上方，造成頸椎脫臼，脊髓與腦干斷離，實驗動物立即死亡。二、斷頭處死法此法適用于鼠類等較小的實驗動物。操作時，實驗人員用左手按住實驗動物的背部，拇指夾住實驗動物右腋窩，食指和中指夾住左前肢，右手用剪刀在鼠頸部垂直將鼠頭剪斷，使實驗動物因腦脊髓斷離且大量出血死亡。三、擊打頭蓋骨處死法主要用于豚鼠和兔的處死。操作時抓住實驗動物尾部并提起，用木錘等硬物猛烈打擊實驗動物頭部，使大腦中樞遭到破壞，實驗動物痙攣并死亡。四、放血處死法此法適用于各種實驗動物。具體做法是將實驗動物的股動脈、頸動脈、腹主動脈剪斷或剪破、刺穿實驗動物的心臟放血，導致急性大出血、休克、死亡。犬、猴等大動物應在輕度麻醉狀態(tài)下，在股三角做橫切口，將股動脈、股靜脈全部暴露并切斷，讓血液流出。操作時用自來水不斷沖洗切口及血液，既可保持血液暢流無阻，又可保持操作臺清潔，使實驗動物急性大出血死亡。五、空氣栓塞處死法處死兔、貓、犬常用此法。向實驗動物靜脈內注入一定量的空氣，形成肺動脈或冠狀動脈空氣栓塞，或導致心腔內充滿氣泡，心臟收縮時氣泡變小，心臟舒張時氣泡變大，從而影響回心血液量和心輸出量，引起循環(huán)障礙、休克、死亡?？諝馑ㄈ幩婪ㄗ⑷氲目諝饬?，貓和兔為20~50ml，犬為90~160ml。六、過量麻醉處死法此法多用于處死豚鼠和家兔?？焖龠^量注射非揮發(fā)性麻醉藥（投藥量為深麻醉時的30倍），或讓動物吸入過量的乙醚，使實驗動物中樞神經(jīng)經(jīng)過過度抑制，導致死亡。應用戊巴比妥鈉注射麻醉致死。豚鼠可用其麻醉劑量3倍以上劑量腹腔注射。貓可采用本藥麻醉量的2～3倍藥量靜脈注射或腹腔內注射。兔可用本藥80～100ml／kg的劑量急速注入耳緣靜脈內。狗可用本藥100mg／kg靜脈注射。七、毒氣處死法讓實驗動物吸入大量CO2等氣體而中毒死亡。吸入二氧化碳，此法安全、人道、迅速，被認為是處理嚙齒類的理想方法，國外現(xiàn)多采用此法。可將多只動物同時置入一個大箱或塑料袋內，然后充入CO2，動物在充滿CO2的容器內l～3min內死去。人類為什么總拿小白鼠做實驗？原因一：

老鼠中的小白鼠的基因序列和人類的差不多，一些醫(yī)學的科研和臨床實驗都是有小白鼠來完成的。當中以小白鼠做遺傳學實驗很好，因為它的全基因組和人類的相似度極高，很多人類難以治愈的疾病可以在小白鼠身上找到相似性狀，從而加以實驗發(fā)現(xiàn)治病基因。

原因二：

實驗專用白鼠的生物學意義較大，純系小鼠的培育方法經(jīng)過百年探索已經(jīng)形成固定流程，培育出的小鼠幾乎完全沒有個體差異(生理上)，而在一般的自然種群中,同種動物間的個體差異是很大的(盡管外表相同)，主要表現(xiàn)在先天的身體素質上。生理上沒有個體差異是否意味著氣質上沒有差異尚不明了，不過選擇純系實驗白鼠主要還是為了盡可能的減少先天的個體差異。

原因三：

數(shù)量充足，許多實驗需要統(tǒng)計學分析，這就要求一定的數(shù)量，大白鼠和小白鼠，特別是小白鼠，在人工繁殖條件下，能滿足這一要求。種系純，好的實驗要對實驗動物的品種嚴格控制，這用小白鼠就容易解決。

還有動物等級，小白鼠好歹也是哺乳動物，除了體形小，與其它哺乳動物的進化水平相比并不差。體形小反而成為人工繁殖喂養(yǎng)的有利條件。

原因四：

其實很多實驗用猩猩等與人更近似的動物做最好，但使用猩猩太昂貴了。許多實驗，比如認知類的，實驗結束后時需要將動物殺死，來檢查其內部變化的。這樣，大量的實驗肯定就不能用比較“貴重”的猩猩了。實驗二、常用實驗動物采血、血細胞計數(shù)1、小白鼠的采血目的：了解并熟悉小白鼠的采血方法；掌握小白鼠眼眶后靜脈叢采血。用品:二甲苯棉球、1%肝素溶液、1%可卡因、乙醚、刀片、無鉤彎鑷子、彎止血鉗、微量采血針、剪刀、剪毛剪、鋒利刀片、注射器。內容：1、剪尾采血：需血量少時可用此方法。將動物固定，顯露尾部，將尾尖剪去約5mm，從尾根部向尾端部按摩，血即從斷端流出。若用二甲苯棉球涂擦尾部或事先將鼠尾浸在45℃水中數(shù)分鐘，使尾部血管充盈，可采到較多的血，但注意二甲苯可致溶血。也可用鋒利刀片割破尾動脈或尾靜脈，讓血液自行流出，采血后，消毒，止血。如將動物麻醉取血量可更多些。小鼠每次采血約0.1ml，大鼠約0.4

ml。為了多次反復取血應盡量從鼠尾末端開始。

2、摘眼球采血：此法常用于鼠類大量采血。用左手固定動物，壓迫眼球，盡量使眼球突出，右手用無鉤彎鑷子或彎止血鉗迅速摘除眼球，立即將鼠倒置，頭朝下，眼眶內很快流出血液。一般只適用于一次采血。大部動物采血后可以存活，可采另一側眼球取血。

3、眼眶后靜脈叢采血：用7—10cm長的微量采血針。將取血管浸入1%肝素溶液，干燥后使用。采血時，左手拇指和食指抓住鼠兩耳之間的皮膚使鼠固定，并用中指配合，輕輕壓迫頸部兩側，阻礙靜脈回流，使眼球充分外突，提示眼眶后靜脈叢充血。可用少量1%可卡因滴入動物眼內，使眼部局部麻醉。右手持取血管，將其尖端插入內眼角與眼球之間，輕輕向眼底方向刺入，小鼠刺入約2—3mm，大鼠刺入約4—5

mm，當感到有阻力時即停止刺入，旋轉取血管以切開靜脈叢，血液即流入取血管中，采血結束后，拔出取血管，放松左手，出血即停止。用本法短期內可重復采血。小鼠一次可采血0.2—0.3

ml，大鼠一次可采0.5—0.1ml4、頸靜脈或頸動脈采血：將鼠麻醉，剪去一側頸部外側被毛，作頸靜脈或頸動脈分離手術，用注射器即可抽出所需血量。也可插入導管，反復采血。

5、斷頭采血：操作者左手拇指和食指握住鼠頸部，頭朝下，用利剪在頭頸間1/2處迅速剪動物頭部，提起動物，血液即可流入準備好的容器中。

6、心臟采血：將動物麻醉，使其仰位固定，剪去胸前區(qū)毛，消毒皮膚，在左側第3—4肋間選擇心博最強處穿刺，血液借心臟跳動的力量進入注射器。亦可在動物麻醉后，切開動物胸腔，直視心臟內抽血或剪破心臟，直接用注射器、吸管等吸血。2、豚鼠的采血目的了解并熟悉豚鼠的采血方法；用品刀片、注射器、消毒干棉球、75%酒精棉球、20%的檸檬酸鈉溶液、紗布、脫脂棉。方法與步驟：1、耳緣切口采血：先將豚鼠耳消毒，用刀片割破耳緣，在切口邊緣涂上20%的檸檬酸鈉溶液，防止血凝，則血可自切口處流出。此法采血每次可采0.5ml左右。

2、背中足靜脈采血：固定豚鼠，將其右或左后肢膝關節(jié)伸直，腳背消毒，找出背中足靜脈，左手拇指和食指拉住豚鼠的趾端，右手將注射針刺入靜脈，拔針后立即出血。采血后用紗布或脫脂棉壓迫止血。

3、心臟采血：選心跳最明顯的部位把注射針刺入心臟，血液即流入針管。心臟采血時所用的針頭應細長些，以免發(fā)生采血后穿刺孔出血。3、家兔的采血目的了解并熟悉家兔的采血方法；掌握家兔的耳緣靜脈采血方法。用品常用手術器械、玻璃取血管、計數(shù)板、注射器、顯微鏡。內容1、耳緣靜脈采血：將兔固定，拔去耳緣靜脈局部的被毛，消毒，用手指輕彈兔耳，使靜脈擴張，用針頭刺耳緣靜脈末端，血液即流出。本法為兔最常用的采血方法，可多次重復使用。

2、耳中央動脈采血：在兔耳中央有一條較粗的、顏色較鮮紅的中央動脈。用左手固定兔耳，右手持注射器，在中央動脈的末端，沿著與動脈平行的向心方向刺入動脈，即可見血液進入針管。由于兔耳中央動脈容易痙攣，故抽血前必須讓兔耳充分充血，采血時動作要迅速。采血所用針頭不要太細，一般用6號針頭，針刺部位從中央動脈末端開始，不要在近耳根部采血。

3、頸靜脈采血：將家兔麻醉，剪去一側頸部外側被毛，作頸靜脈或頸動脈分離手術，用注射器即可抽出所需血量。也可插入導管，反復采血。

4、心臟采血：穿刺部位在第三肋間胸骨左緣1mm處，選心跳最明顯的部位把注射針刺入心臟，血液即流入針管。心臟采血時所用的針頭應細長些，以免發(fā)生采血后穿刺孔出血。4、小白鼠RBC、WBC計數(shù)目的1、復習小白鼠眼眶后靜脈叢采血；2、學習微量采血法和紅、白細胞計數(shù)法。原理用加有抗凝劑的溶液將定量的血液稀釋，滴入血細胞計數(shù)室內，于顯微鏡下計數(shù)，求出一定容積的稀釋血液中的RBC、WBC數(shù)，再將其換算成1L血液中的RBC、WBC個數(shù)。用品血細胞計數(shù)板、計數(shù)器、顯微鏡、微量吸血管、酒精棉球、消毒脫脂棉球、RBC稀釋液（0.9%NaCl溶液）或RBC稀釋液：NaCl（維持滲透壓）0.5g，Na2SO4（使溶液比重增加，紅細胞均勻分布不易下沉）2.5g，HgCl2（固定紅細胞并防腐）0.25g，蒸餾水加至100ml。WBC稀釋液，其成分為：冰醋酸1ml（破壞紅細胞），1%龍膽紫1ml（染白細胞核，便于計數(shù)），加蒸餾水至100ml。方法與步驟1、熟悉血細胞計數(shù)板和微量吸血管的構造（1）計數(shù)板是一塊厚厚的長方形玻璃板，板的中部有四條直槽，內側兩槽中間有一條橫槽，把中部隔成兩個長方型的平臺。此平臺比整個玻璃板的平臺低0.1mm，當放上蓋玻片后，平臺與蓋玻片之間的高度為0.1mm,平臺中部有3mm×3mm精確劃分的9個大方格，稱為計數(shù)室,每個大方格的面積為1mm×1mm=1mm2,體積為0.1mm3。中央的大方格則由雙線精確劃分為25個中方格，每個中方格的面積為0.2mm×0.2mm=0.04mm2,體積為0.004mm3,每個中方格又用單線精確劃分成16個小方格。適用于RBC計數(shù)。（2）微量吸血管一次性玻璃細管，以防交叉感染。該管長12cm，在4.5cm處和9cm處各有一定量標記，分別10μl和20μl。在11cm處有一色標，為連結橡膠吸頭的標記。2、微量采血和稀釋（1）先準確吸取3.98mlRBC稀釋液于一潔凈的試管內。（2）手持微量吸血管，將其管口浸入血滴，緩緩吸入血液至20μl處，如吸入血液稍過量，可用手指或干棉球輕觸管口，緩緩轉動，可使血液吸出，至恰好與刻度相符。用干棉球將管口外面的血液擦拭干凈。將血液加入到準備好的RBC稀釋液中。注意，應將采血管垂直插入稀釋液底部，緩緩擠出血液使之不擴散，輕吸上清液再擠出，使血液完全轉入到試管中。（3）將血液和稀釋液混勻。3、充液取潔凈計數(shù)板及蓋玻片，將蓋玻片平放在計數(shù)板的計數(shù)室上。用干凈吸血管或小吸管吸少量混勻的RBC稀釋液，然后將管口斜置于蓋玻片邊緣的計數(shù)板毛玻璃斜面上，擠出少量稀釋液，此時液體即由于毛細管作用而進入計數(shù)室內。但須注意，如果計數(shù)室內留有氣泡或稀釋液過多以致溢出室外的凹溝中，都應該洗去，再重新充液。4、計數(shù)充液后應讓計數(shù)板靜置8min，待RBC充分下沉后方可進行計數(shù)。先在低倍顯微鏡下觀察RBC分布是否均勻，如果分布很不均勻，應洗去重做。在低倍鏡下找到中央大方格，看清其橫、豎線后即可用高倍鏡來計數(shù)。顯微鏡的光圈應縮小并降低聚光器使得視野較暗，這樣RBC的輪廓可更清楚些。通常選擇中央大方格四角的4個中格和中央的1個中格來計數(shù)。計數(shù)為了防止遺漏，應按一定的順序：即第一行先從左向右數(shù)到最后一格，下一行則從右向左數(shù)，以此類推。對于分布在雙線上的RBC，則可計數(shù)左側和上方線上的RBC，即按照“數(shù)上不數(shù)下，數(shù)左不數(shù)右”的原則。計數(shù)時應將每個中格的RBC數(shù)記錄下來，若發(fā)現(xiàn)各中格之間的RBC數(shù)相差超過15個時，表示其分布不均勻，應將計數(shù)室洗凈，重新?lián)u勻吸管中的稀釋血液，再充液進行計數(shù)。5、計算RBC的稀釋倍數(shù)為200倍：（0.02ml+3.98ml）/0.02ml=200計數(shù)室5個中格的總容積為0.02mm3，設5個中格RBC總數(shù)為X，則1mm3稀釋液RBC總數(shù)為X×50個。由此可知，每毫升血液中實際RBC數(shù)目：X×50×200個，即10000X，再乘以106得出每升血液中的RBC數(shù)。WBC基本與RBC相同，不同之處：1、WBC稀釋液，其成分為：冰醋酸1ml（破壞紅細胞），1%龍膽紫1ml（染白細胞核，便于計數(shù)），加蒸餾水至100ml。2、計數(shù)板四角的四個大方格又各分為16個中方格，適用于WBC計數(shù)。3、吸取WBC稀釋液為0.38ml，血液稀釋了20倍。4、在計數(shù)WBC時，計數(shù)四角的4個大方格中的WBC總數(shù)。其總容積為0.4mm3,換算成每升血液中的WBC數(shù)時，4個大方格內WBC數(shù)×2.5×20×106=WBC數(shù)/L。5、計數(shù)時，如發(fā)現(xiàn)大方格之間的WBC數(shù)相差超過10個時，表示W(wǎng)BC分布不均勻，應重新充液計數(shù)。思考題：1、在實際操作中，你認為哪種采血方法效果好？為什么？2、小結在操作過程中，哪些因素可能影響計數(shù)的準確性？實驗三、常用實驗動物的給藥、胰島素驚厥1、小白鼠的給藥目的：1、了解并熟悉小白鼠、豚鼠、家兔的給藥方法；2、掌握小白鼠的皮下注射、腹腔注射。3、了解胰島素調節(jié)血糖水平的機能。用品：小鼠專用灌胃針、注射器、75%酒精棉球。內容：

1．灌胃給藥

小鼠專用灌胃針由注射器和喂管組成，喂管長約1nm，喂管尖端焊有一金屬小圓球，金屬球中空，用途是防止喂管插入時造成損傷。金屬球彎成20度角，以適應口腔與食道之間彎曲。將喂管插頭緊緊連接在注射器的接口上，吸入定量的藥液；左手捉住小鼠，右手拿起準備好的注射器。將喂管針頭尖端防放進小鼠口咽部，順咽后壁輕輕往下推，喂管會順著食管滑入小鼠的胃，插入深度約3cm。用中指與拇指捏住針筒，食指按著針竿的頭慢慢往下壓，即可將注射器忠的藥液灌入小鼠的胃中。在插入過程中如遇到阻力或可看見1/3的針管，則江喂管取出重新插入，因為這時灌胃并沒有插入胃中。

2．注射給藥

（1）皮下注射給藥

皮下注射給藥是將藥液推入皮下結締組織，經(jīng)毛細血管、淋巴管吸收進入血液循環(huán)的過程。作皮下注射常選項背或大腿內側的皮膚。操作時，常規(guī)消毒注射部位皮膚，然后將皮膚提起，注射針頭取一鈍角角度刺入皮下，把針頭輕輕向左右擺動，易擺動則表示已刺入皮下，再輕輕抽吸，如無回血，可緩慢地將藥物注入皮下。拔針時左手拇、食指捏住進針部位片刻，以防止藥物外漏。注射量約為0.1-0.3ml/10g體重。

（2）皮內注射給藥

是將藥液注入皮膚的表皮和真皮之間，觀察皮膚血管的通透性變化或皮內反應，接種、過敏實驗等一般作皮內注射。先將注射部位的被毛剪掉，局部常規(guī)消毒，左手拇指和食指按住皮膚使之繃緊，在兩指之間，用結核菌素注射器連接4.5針頭穿刺，針頭進入皮膚淺層，再向上挑起并梢刺入，將藥液注入皮內。注射后皮膚出現(xiàn)一白色小皮丘，而皮膚上的毛孔極為明顯。注射量為0.1ml/次。

（3）肌肉注射給藥

小鼠體積小，肌肉少，很少采用肌肉注射。當給小鼠注射不溶于水而混懸于油或其他溶劑中的藥物時，采用肌肉注射。操作時1人保定小鼠，另一人用左手抓住小鼠的1條后肢，右手拿注射器。將注射器與半腱肌呈60°角迅速插入1/4，注入藥液。用藥量：不超過0.1ml/10g體重。

(4)靜脈注射給藥

將小鼠放在金屬籠或鼠夾中，通過金屬籠或鼠夾的孔拉出尾巴，用左手抓住小鼠尾巴中部，小鼠的尾部有2條動脈和3條靜脈，2條動脈分別在尾部的背側面和腹側面，3條靜脈呈品字型分布，一般采用左右兩側的靜脈。拔去沿尾部靜脈走向的毛，置尾巴于45-50℃溫水中浸泡幾分鐘或用75%酒精棉球反復擦拭尾部，以達到消毒和使尾部血管擴張及軟化表皮角質的目的。當尾部靜脈注射時,以左手拇指和食指捏住鼠尾兩惻，使靜脈更為充盈，用中指從下面托起尾巴，以無名指夾住尾巴的末梢，右手持4號針頭注射器，使針頭與靜脈平行(小于30°角)，從尾巴的下1/4處進針，開始注入藥物時應緩慢，仔細觀察，如果無阻力，無白色皮丘出現(xiàn)，說明已刺入血管，可正式注入藥物。有的實驗需連日反復尾靜脈注射給藥，注射部位應盡可能從尾端開始，按次序向尾根部移動，更換血管位置注射給藥。注射量為0.05-0.1ml/10g體重。拔出針頭后，用拇指按住注射部位輕壓1-2min，防止出血。

（5）腹腔注射

左手提起并固定小鼠，使鼠腹部朝上，鼠頭略低于尾部，右手持注射器將針頭在下腹部近腹白線的兩側進行穿刺，針頭刺入皮膚后進針3nm左右，接著使注射針頭與皮膚呈45°角刺入腹肌，穿過腹肌進入腹膜腔，當針尖穿過腹肌進入腹膜腔后抵抗感消失。固定針頭，保持針尖不動，回抽針栓，如無回血、腸液和尿液后即可注射藥液。注射量為0.1-0.2ml/10g體重。2、豚鼠的給藥1）皮下注射給藥皮下注射部位取頸背、腋下、側腹或豚鼠后大腿的內側，注射時以左手拇指和食指提起豚鼠皮膚，將連有5（1/2）號針頭的注射器刺入皮下。2）肌肉注射給藥選用大腿外側肌肉進行注射。操作時1人保定豚鼠，另一人用左手抓住豚鼠的1條后肢，右手拿注射器。將注射器與半腱肌呈60°角迅速插入1/4，注入藥液。用藥量：不超過0.1ml/10g體重。3、家兔的給藥1）靜脈注射兔耳部血管分布清晰。兔耳中央為動脈，耳外緣為靜脈。內緣靜脈深不易固定，故不用。外緣靜脈表淺易固定，常用。先拔去注射部位的被毛，用手指彈動或輕揉兔耳，使靜脈充盈，左手食指和中指夾住靜脈的近端，拇指繃緊靜脈的遠端，無名指及小指墊在下面，右手持注射器連6號針頭盡量從靜脈的遠端刺入，移動拇指于針頭上以固定針頭，放開食指和中指，將藥液注入，然后拔出針頭，用手壓迫針眼片刻。2）皮下注射注射時以左手拇指和食指提起皮膚，將連有5（1/2）號針頭的注射器刺入皮下。皮下注射部位一般狗、貓多在大腿外側，豚鼠在后大腿的內側或小腹部；大白鼠可在側下腹部。兔在背部或耳根部注射。3）肌肉注射肌肉注射應選肌肉發(fā)達，無大血管通過的部位，一般多選臀部。注射時垂直迅速刺入肌肉，回抽針栓如無回血，即可進行注射。4）腹腔注射用家兔做實驗時，進針部位為下腹部的腹白線離開1cm處。小白鼠胰島素驚厥基本原理胰島素是調節(jié)機體血糖的激素之一，當體內胰島素含量增高時，便引起血糖下降，動物出現(xiàn)驚厥現(xiàn)象。動物與器材小白鼠數(shù)只、1ml注射器、鼠籠、胰島素溶液（2μ/ml）、50%葡萄糖溶液、酸性生理鹽水。方法與步驟1．取4只小白鼠稱重后，分實驗組和對照組，每組2只。2．給實驗組動物腹腔注射胰島素溶液（0.1ml/10g體重）。3．給對照組動物腹腔注射等量的酸性生理鹽水。4．將兩組動物都放在30—37℃5．當動物出現(xiàn)角弓反張、亂滾等驚厥反應時，記下時間，并立即皮下注射葡萄糖溶液（0.1ml/10g體重）。6．比較對照組動物、注射葡萄糖的動物、以及出現(xiàn)驚厥而未經(jīng)搶救的動物的活動情況，并分析所得的結果。注意事項1．動物在實驗前必須饑餓18—24h。2．一定要用pH2.5—3.5的酸性生理鹽水配制胰島素溶液。因為胰島素在酸性環(huán)境中才有效應。3．酸性生理鹽水的配制將10ml0.1mol/LHCl加入300ml生理鹽水中，調整其pH值在2.5—3.5，如果偏堿，可加入同樣濃度的鹽酸調整。4．注射了胰島素的動物最好放在30—37℃環(huán)境中保溫，夏天可為室溫，冬天則應高些，可到36—37思考題試分析糖尿病產(chǎn)生的原因及治療方法。實驗四、實驗動物的全身麻醉、損毀小白鼠小腦的效應1、實驗動物的全身麻醉目的：了解影響實驗動物麻醉的因素；了解并熟悉實驗動物的麻醉方法；掌握大、小白鼠的吸入麻醉法。原理：麻醉(anesthesia)的基本任務是消除實驗過程中所至的疼痛和不適感覺，保障實驗動物的安全，使動物在實驗中服從操作，確保實驗順利進行。全身麻醉方法：麻醉藥經(jīng)呼吸道吸入或靜脈、肌肉注射，產(chǎn)生中樞神經(jīng)系統(tǒng)抑制，呈現(xiàn)神志消失，全身不感疼痛，肌肉松弛和反射抑制等現(xiàn)象，這種方法稱全身麻醉。其特點為抑制深淺與藥物在血液內的濃度有關，當麻醉藥從體內排出或在體內代謝破壞后，動物逐漸清醒，不留后遺癥。用品：注射器、乙醚、戊巴比妥鈉、硫噴妥鈉、氨基甲酸乙酯、內容：實驗動物的麻醉是一項復雜系統(tǒng)的工作。正確的麻醉處理，是動物實驗成功的有力保障。而麻醉處理不當，會給實驗結果帶來難以分析的誤差。要想獲得良好的麻醉效果，除掌握實驗動物麻醉的基本知識和技術、遵循科學的麻醉程序外，還應了解影響實驗動物麻醉的各種因素，如動物因素、環(huán)境因素等。1、動物因素1、年齡和體重動物對藥物的反應隨年齡的不同而有差異。有人將大鼠、小鼠按年齡分成幼年、成年和老年3組，觀察年齡對乙醇、戊烷和二氯乙烷等急性毒性的影響。按LD50及麻醉濃度觀察，敏感性顯示為幼年>成年>老年。體重小的動物每單位體重的基礎代謝率較大動物高，因此，動物越小，每單位體重所需的麻醉藥劑量越大。一些慢性實驗，觀察時間較長，可選擇年幼、體重較小的動物做實驗。2、性別實驗證明，不同性別的動物對同一藥物的敏感性不同，對各種刺激的反應也不盡一致，雌性動物性周期不同階段和懷孕、授乳時的機體反應性有較大的改變，因此，一般情況優(yōu)先選雄性動物或雌雄各半做實驗。3、生理和健康狀況體瘦、肌肉發(fā)達的動物較脂肪多的動物所需麻醉藥量大，這是因為相對非代謝組織，其基礎代謝率較低?；顒涌稍黾哟x率，因此，好動的動物所需的麻醉量大。身體狀況差的動物，所需麻醉藥量小耐受性降低。易發(fā)生中毒現(xiàn)象。4、動物飼養(yǎng)保證足夠的營養(yǎng)供應是維持動物健康的重要因素，其中飼料對動物的關系更為密切。動物的生長、發(fā)育、繁殖、抵御疾病的能力及一切生命活動都依賴于營養(yǎng)豐富的飼料。動物在麻醉之前一周應提前到位，給于精心的飼養(yǎng)管理，使其處于良好的健康狀態(tài)。2、環(huán)境因素1、溫度在一定范圍內，溫度緩慢的變化，機體可以進行自動調節(jié)與之相適應。但變化莫測過大或過急，對機體將產(chǎn)生行為和生理等不良影響。因此，實驗環(huán)境溫度過高或過低都能導致機體抵抗力下降，對麻醉藥物的敏感性升高，易發(fā)生中毒現(xiàn)象。因此影響麻醉效果。2、濕度；3、空氣的流速和清潔度方法：1.吸入麻醉法麻醉藥以蒸氣或氣體狀態(tài)經(jīng)呼吸道吸入而產(chǎn)生麻醉者，稱吸入麻醉，常用乙醚作麻醉藥。吸入法對多數(shù)動物有良好的麻醉效果，其優(yōu)點是易于調節(jié)麻醉的深度和較快的終止麻醉，缺點是中、小型動物較適用，對大型動物如狗的吸入麻醉操作復雜，通常不用。

具體方法是：使用乙醚麻醉兔及大小鼠時，可將動物放入玻璃麻醉箱內，把裝有浸潤乙醚棉球的小燒杯放入麻醉箱，然后觀察動物。開始動物自主活動，不久動物出現(xiàn)異常興奮，不停地掙扎，隨后排出大小便。漸漸地動物由興奮轉為抑制，倒下不動，呼吸變慢。如動物四肢緊張度明顯減低，角膜反射遲鈍，皮膚痛覺消失，則表示動物已進入麻醉，可行手術和操作。在實驗過程中應隨時觀察動物的變化，必要時把乙醚燒杯放在動物鼻部，以維持麻醉的時間與深度。

2.注射麻醉法常用的麻醉藥有戊巴比妥鈉、硫噴妥鈉、氨基甲酸乙酯等。

大、小鼠和豚鼠常采用腹腔注射法進行全身麻醉。狗、兔等動物既可腹腔注射給藥，也可靜脈注射給藥。在麻醉興奮期出現(xiàn)時，動物掙扎不安，為防止注射針滑脫，常用吸入麻醉法進行誘導，待動物安靜后再行腹腔或靜脈穿刺給藥麻醉。

在注射麻醉藥物時，先用麻醉藥總量的三分之二，密切觀察動物生命體征的變化，如已達到所需麻醉的程度，余下的麻醉藥則不用，避免麻醉過深抑制延腦呼吸中樞導致動物死亡。注意事項1、麻醉劑的用量，除參照一般標準外，還應考慮個體對藥物的耐受性不同，而且體重與所需劑量的關系也并不是絕對成正比的。一般說，衰弱和過胖的動物，其單位體重所需劑量較小，在使用麻醉劑過程中，隨時檢查動物的反應情況，尤其是采用靜脈注射，絕不可將按體重計算出的用量匆忙進行注射。

2、動物在麻醉期體溫容易下降，要采取保溫措施。

3、靜脈注射必須緩慢，同時觀察肌肉緊張、角膜反射和對皮膚夾捏的反應，當這些活動明顯減弱或消失時，應立即停止注射。配制的藥液濃度要適中不可過高，以免麻醉過急；但也不能過低，以減少注入溶液的體積。

4、作慢性實驗時，在寒冷冬季，麻醉劑在注射前應加熱至動物體溫水平。思考題小結在操作過程中，哪些因素可能影響實驗動物麻醉效果？常用的麻醉劑

動物實驗中常用的麻醉劑分為三類，即揮發(fā)性麻醉劑、非揮發(fā)性麻醉劑和中藥麻醉劑。1.揮發(fā)性麻醉劑這類麻藥包括乙醚、氯仿等。乙醚是常用的吸入麻醉劑，乙醚揮發(fā)性很強，有特殊的氣味，為易燃品，適用于各種動物（雞除外），乙醚的作用是抑制中樞神經(jīng)系統(tǒng)。其特點是安全范圍大，肌肉能完全松弛，對肝和腎的毒性較小，麻醉的誘導期和蘇醒較短，動物麻醉深度容易掌握，而且麻醉后蘇醒較快。其副作用是對呼吸道和結膜刺激性強，胃腸道反應增高，局部刺激作用大，可引起上呼吸道黏膜液體分泌增多，易發(fā)生呼吸道阻塞，使用時應小心。2.非揮發(fā)性麻醉劑這類麻醉劑種類較多，包括苯巴比妥鈉、戊巴比妥鈉、硫噴妥鈉等巴比妥類的衍生物，氨基酸乙脂和水合氯醛。這些麻醉劑使用方便，一次給藥可維持較長的麻醉時間，麻醉過程較平穩(wěn)，動物無明顯掙扎現(xiàn)象。但缺點是蘇醒較慢。（1）戊巴比妥鈉：為中效巴比妥類藥物。戊巴比妥鈉，是常用的麻醉劑，有獸用、人獸共用的產(chǎn)品，使用時應注意藥品質量。（2）硫噴妥鈉：硫噴妥鈉為超速效巴比妥類藥物，為淡黃色粉末，有硫臭，易吸水，裝在安瓶中保存。其水溶液不穩(wěn)定，故必須臨時配制，常配濃度為1%~5%，在0～4℃冰箱中保存，置7天之內，其分解甚微；在室溫中則只能保存24h。如見溶液色呈深黃、混濁，即表示已分解，不能使用。該藥麻醉誘導和蘇醒時間短，一次用藥僅可維持數(shù)分鐘。因此，一般用作為誘導麻醉或基礎麻醉。其副作用：對呼吸系統(tǒng)有明顯的抑制作用，不宜與嗎啡合用。（3）氯胺酮：為中效巴比妥藥物，常用其鹽酸鹽。靜脈或肌肉給藥后，很快起到麻醉作用，但維持時間較短，一般僅10～20min。為了延長時間，可重復給藥。其副作用是心率加快，血壓升高，有時還可引起動物嘔吐等。（4）水合氯醛：此藥為無色透明棱狀結晶，有穿透性的臭氣及腐蝕性苦味。其溶解度較小，常配濃度為5％～10％。配制后的溶液易沉淀，用時先在水浴鍋中適量加熱，促其融解。作用特點與巴比妥類藥物相似，似一種安全有效的鎮(zhèn)靜催眠藥，能起到全身麻醉作用，其麻醉量與中毒量很接近，故安全范圍小，使用時應注意。其副作用為對皮膚和粘膜有較強的刺激作用。（5）氨基甲酸乙酯（烏拉坦）：此藥是比較溫和的麻醉藥，安全度大。多數(shù)實驗動物都可使用，更使用于小動物。一般用作基礎麻醉，如實驗全部過程都用此藥麻醉時，動物保溫尤為重要。使用時常配成20%～25%水溶液，犬、貓、兔直腸灌注1.5g/kg體重；皮下、靜脈、腹腔注射0.75～1g/kg體重。當與水合氯醛按1：1比例合并麻醉時，效果更好。但在作靜脈注射時必須溶在生理鹽水中，配成5%或10%的溶液，即每千克體重注射10～20ml。蛙類：2g/kg體重，由背部淋巴囊注射。鳥類：1.25g/kg體重，由肌肉注入。鼠：1.5～2g2、豚鼠的局部麻醉目的1、了解并熟悉豚鼠的局部麻醉方法2、掌握局部浸潤麻醉方法。用品刀片、注射器、消毒干棉球、75%酒精棉球、普魯卡因、利多卡因。原理用局部麻醉藥阻滯周圍神經(jīng)末梢或神經(jīng)干、神經(jīng)節(jié)、神經(jīng)叢的沖動傳導，產(chǎn)生局部性的麻醉區(qū)，稱為局部麻醉。其特點是動物保持清醒，對重要器官功能干擾輕微，麻醉并發(fā)癥少，是一種比較安全的麻醉方法。適用于大中型動物各種短時間內的實驗。豚鼠對麻醉藥物很敏感。內容1.表面麻醉利用局部麻醉藥的組織穿透作用，透過粘膜，阻滯表面的神經(jīng)末梢，稱表面麻醉。在口腔及鼻腔粘膜、眼結膜、尿道等部位手術時，常把麻醉藥涂敷、滴入、噴于表面上，或尿道灌注給藥，使之麻醉。

2.局部浸潤麻醉：沿手術切口逐層注射麻醉藥，靠藥液的張力彌散，浸入組織,麻醉感覺神經(jīng)末梢，稱局部浸潤麻醉。常用藥為普魯卡因。在施行局部浸潤麻醉時，先固定好動物，用0.5～1％鹽酸普魯卡因皮內注射，使局部皮膚表面呈現(xiàn)一桔皮樣隆起，稱皮丘，然后從皮丘進針，向皮下分層注射，在擴大浸潤范圍時，針尖應從已浸潤過的部位刺入，直至要求麻醉區(qū)域的皮膚都浸潤為止。每次注射時，必須先抽注射器，以免將麻醉藥注入血管內引起中毒反應。3.區(qū)域阻滯麻醉：在手術區(qū)四周和底部注射麻醉藥阻斷疼痛的向心傳導,稱區(qū)域阻斷麻醉。常用藥為普魯卡因。

4.神經(jīng)干(叢)阻滯麻醉：在神經(jīng)干(叢)的周圍注射麻醉藥，阻滯其傳導,使其所支配的區(qū)域無疼痛，稱神經(jīng)干(叢)阻滯麻醉。常用藥為利多卡因。3、損毀小白鼠小腦的效應目的：1、掌握小白鼠的麻醉方法；2、了解小腦的機能?；驹硇∧X具有維持身體平衡，調節(jié)肌緊張和協(xié)調肌肉運動等機能。當小腦損傷后，隨著破壞程度的不同，可表現(xiàn)出不同程度的肌緊張失調及平衡失調。動物與器材小白鼠、常用手術器械、大頭針、麻醉口罩、乙醚、棉花。方法與步驟1．用乙醚麻醉小鼠（注意仔細觀察呼吸，若呼吸變慢時則表示動物已麻醉）。2．自頭頂部至耳后沿正中線剪開皮膚，將頸肌向下剝離。透過透明的顱骨即可看清小腦的位置（圖9-6）用大頭針刺穿顱骨，直達小腦（2—3mm），攪毀該側小腦（注意不可深刺，以免損傷腦干）。3．待小鼠清醒后，可見其向一側旋轉或翻滾。如損傷較輕，小鼠向健側旋轉；當損傷重時，則向損傷側翻滾。4．將實驗用完的小鼠拉斷頸椎處死后棄之。思考題根據(jù)實驗結果說明小腦的生理機能。實驗五、家兔的熱原實驗目的1、練習家兔的各種注射方法；2、了解家兔熱源反應的基本原理。原理家兔體溫變化十分靈敏，最易產(chǎn)生發(fā)熱反應，發(fā)熱反應典型、恒定，因此常選用家兔進行這方面的研究。方法與步驟1、用體溫計測量實驗前家兔的正常體溫。2、采用以下方法進行熱源實驗：給家兔靜脈注射傷寒一副傷寒四聯(lián)菌苗0.5～2.0ml/kg，菌苗含量應不低于100億/ml；皮下注射2%二硝基酚溶液（30毫克）15～20分鐘后開始發(fā)熱；肌注10%蛋白胨1.0g/Kg；皮下注射消毒脫脂牛奶3～5ml。3、一至兩小時后，用體溫計再次測量家兔的體溫，看其有何變化。思考題在熱源實驗操作過程中，你認為應注意哪些方面？

實驗六、動物體內常見寄生蟲卵檢查目的1、學習常見實驗動物蟲卵標本的采集和檢查方法。2、學會對不同蟲卵進行鑒定。用品大鼠、小鼠、獼猴的糞便、示范片、蓋玻片、載玻片、目鏡測微尺、物鏡測微尺方法1、直接涂片法包括糞便、血液、腸內容物等直接涂片檢查。取一載玻片,在其上加一滴生理鹽水,取少許糞便或腸內容物與生理鹽水混勻后于顯微鏡下觀察。血液可直接滴于載玻片上，制成涂片，加蓋玻片觀察。2、蟲卵收集法a.沉淀集卵法:取糞便加適量清水,混勻后過濾,重復數(shù)次至液體清亮為止,靜止沉淀十分鐘后,取底部沉淀物作鏡檢。此法適于檢查血吸蟲卵。b.飽和鹽水漂浮法:利用蟲卵的比重小于飽和鹽水的原理,使線蟲卵和幾種絳蟲卵或包囊漂浮于液面上,提高檢查效果。實驗步驟和內容：1、自然感染蠕蟲的調查取獼猴糞便在盛有生理鹽水的培養(yǎng)皿中漂洗,直接查找寄生蟲蟲體和蟲卵,根據(jù)蟲體和蟲卵的形態(tài),簽別蟲種。2、直接涂片法或沉淀集卵法檢查寄生蟲卵。3、觀察蛔蟲、蟯蟲、絳蟲和血吸蟲卵標本裝片。注意:觀察各種蟲卵的大小、形狀、顏色、卵膜結構等以及各種蟲卵的特征A、蛔蟲卵(線蟲綱一蟲體線形或長圓柱形,雌雄異體)受精卵為橢圓形,大小約40-60微米(35-50×45-76),卵殼的表面有一層凸凹不平的蛋白質膜,被膽汁染成棕黃色,整個蟲卵呈棕黃色。卵殼厚而透明。卵內有一近圓形的卵細胞。未受精卵多為長橢圓形,大小約40一60微米(39-40×88-94),卵殼與蛋白質膜較薄,卵內充滿大小不等的屈光顆粒。無論受精卵和未受精卵其蛋白質膜有時缺失,無蛋白質膜的受精卵是無色透明,請注意與其它蟲卵的區(qū)別。B、蟯蟲(線蟲綱：蟲體細小,乳白色,似一白色線頭。)蟲卵為橢圓形,兩側不對稱,一側扁平,一側稍凸。大小約25-55微米(20-30×50-60),卵殼較厚,無色透明,內含幼蟲。C、絳蟲(絳蟲綱：腹背扁平、帶狀、分節(jié),雌雄同體,常見的有鏈狀帶絳蟲。)蟲卵近球形,較小,大小約45-70微米,蟲卵自孕節(jié)排出時卵殼己脫落,鏡下所見是具胚膜的六鉤蚴,胚膜較厚,棕黃色有放射狀的條紋。D、血吸蟲(吸蟲綱一多有腹背扁平,舌狀或葉狀,有吸盤,雌雄異體,常見的有日本血吸蟲等。)蟲卵為橢圓形,淡黃色。大小約74-106×55-80微米,卵殼較薄無蓋,殼的一側有小棘,一般在鏡下不易見到。成熟的卵內含有一個毛蚴。注意事項1.高倍鏡下觀察必須加蓋玻片；2.采用直接涂片法時，不要涂得太多，必須分散開，均勻；3.觀察寄生蟲卵前，需在高倍鏡下校對目鏡每格的長度，才能算出蟲卵大??；4.先在低倍鏡下觀察，發(fā)現(xiàn)后換為高倍鏡。實驗報告內容1、繪出鏡下觀察到的蛔蟲、蟯蟲、絳蟲和血吸蟲卵。2、概括總結蛔蟲、蟯蟲、絳蟲和血吸蟲卵的形態(tài)區(qū)別要點。3、在整過操作過程中的注意事項。實驗七、雌性小鼠動情周期的檢查目的1、學習小鼠陰道內液體的采集方法；2、了解在動情周期的不同階段，小鼠陰道涂片的組織學變化。原理哺乳類的雌性動物在性成熟后，出現(xiàn)動情周期變化，其中嚙齒類動物在動情周期不同階段，陰道粘膜發(fā)生比較典型的變化。因此，根椐陰道涂片的細胞學改變，可以推斷卵巢功能的周期性變化。未成熟的大、小白鼠尚無自然的動情周期，但當注射絨毛膜促性腺激素后，則可使其提前出現(xiàn)。用品顯微鏡、棉簽、載玻片、生理鹽水、堿性美藍溶液（配制：美藍0.3g，溶于95%的乙醇30ml中，再加蒸餾水至100ml及10%NaOH溶液0.1ml）等。動物性成熟的雌性小白鼠。方法與步驟1、小鼠陰道內液體取法取陰道內液體有下列三種方法：（1）沖洗法將裝有消毒生理鹽水的滴管輕輕插入動物陰道內，按壓滴管橡皮頭，將生理鹽水打入陰道，然后吸出，如此2-3次。最后將滴管中的陰道沖洗液滴在載玻片上。（2）沾取法將消毒的細棉簽用生理鹽水潤濕，輕輕插入動物陰道內0.5cm，慢慢轉動一下取出。（3）刮取法用光滑的玻璃小勺或牛角制小刮片慢慢插入陰道內，在陰道壁輕輕刮取一點陰道內含物。2、涂片將帶有陰道內含物的細棉簽等在載玻片上均勻的轉動做成涂片，然后將涂片在空氣中自然干燥。3、染色用堿性美藍溶液染色5min左右，用蒸餾水沖洗剩余的美藍溶液（注意：應從涂片邊緣慢慢沖洗，切不要把細胞沖洗掉），并使之干燥。4、觀察結果在顯微鏡下觀察陰道分泌物涂片的組織學變化，確定動情周期變化的不同階段。表小白鼠性周期陰道分泌物涂片變化階段持續(xù)時間/h卵巢變化涂片可見動情前期卵泡加速生長大量有核上皮細胞，少量角化細胞動情期卵泡成熟、排卵滿視野角化上皮細胞，少量有核上皮細胞動情后期黃體生成角化上皮細胞及白細胞動情間期黃體退化大量白細胞及少量黏液注意事項：1.采取陰道（下口）內分泌物，不是腸道內容物（上口）；2.制作涂片要均勻；3.自然干燥后，再染色8-10min；4.用蒸餾水沖洗剩余的美藍溶液時，應從涂片邊緣慢慢沖洗；5.在鏡下鏡檢（如用高倍鏡，必須加蓋玻片）。實驗八、小鼠下頜骨形態(tài)分析目的與原理小鼠的下頜骨形態(tài)有高度的遺傳穩(wěn)定性，不同品種或品系小鼠下頜骨的形態(tài)、大小不同，因此該項技術可以作為純系小鼠、純系大鼠遺傳質量的檢測方法之一。下頜骨形態(tài)分析是一種定量技術?？申U明許多遺傳學差異。主要是對小鼠或大鼠右側下頜骨形態(tài)做對比分析，通過多變量分析，建立判別函數(shù)進行性別判別。常規(guī)標本制備方法1.隨機抽取小鼠數(shù)只（60日齡，體重相當）處死，取下頭顱。2.投入沸水中煮約10分鐘，冷卻后把頭顱上的組織仔細剔除，放在含有木瓜蛋白酶的自來水中（下頜骨帶的殘肉與酶的比例為1:25)，水的PH為4.5，消化溫度為40—60℃，最適溫度為523.自然干燥，存放于塑料袋中。4.制作坐標底片，用于測量下頜骨有關變量。5.在坐標底片上用兩個平直的玻璃細條粘成直角，成L型，與坐標的縱軸和橫軸相吻合，壓平待用。動物小白鼠方法與步驟1.下頜骨的11個測量點參見下圖。2.將待測標本平放在解剖鏡載物臺的標尺上，下頜骨前端和下部邊緣與標尺上的L型玻璃條的X及Y軸分別貼緊放平，將每個標本11個變量的結果記錄下來，交給老師，統(tǒng)一處理。3、打開SPSS，輸入數(shù)據(jù)；定義變量；4、操作步驟：Analyze→Classify→Discriminant→opendiscriminantanalyze;Gender→groupingvariables(definerange);allvariables→independent;Method→enterindependenttogether;openstatistics→functioncoefficients→Fisher’s,unstandardized→continue;openclassify→display→summarytable,casewiseresults;priorprobabilities→Allgroupsequal→continue→OK。結果分析：求出判別系數(shù)和判別函數(shù)；2、得到判別代結果和判別率；3、驗證回代和新標本判別。注意事項1、標本要保證完整性；2、小白鼠雌雄的體重要分別相近；3、突變性的標本要舍去；4、測量要注意準確；5、每組標本的性別，不要混淆。實驗九、家兔的神經(jīng)分離、氣管插管目的學習氣管插管術；學習分離及識別有關的血管和神經(jīng)；學習測定家兔呼吸運動的方法。用品常用手術器械、氣體插管、玻璃分針、刺激器、張力換能器、鐵夾臺、25%氨基甲酸乙酯、3%乳酸。動物家兔方法與步驟1、麻醉并固定動物每組取家兔一只,稱重,按40mg/kg體重的劑量由耳緣靜脈緩慢注射戊巴比妥鈉溶液，將動物麻醉。當動物四肢松軟,呼吸變深變慢,角膜反射遲鈍時,表明動物己被麻醉，即可停止注射。將麻醉動物仰臥于兔體手術臺上,固定好頭部和四肢，將兔舌拉出以免阻塞呼吸道。注意：緩慢注射；兔舌拉出；頸部必須放正拉直。2、頸部手術用剪毛剪剪去頸部被毛,用手術刀切開頸部皮膚(5-7cm)長,分離皮下結締組織和肌肉,暴露氣管,分離氣管和食管,在氣管下穿一棉線備用。3、頸部神經(jīng)及血管分離術3.1頸總動脈的分離在頸部,神經(jīng)與頸總動脈被結締組織膜束在一起,形成血管神經(jīng)束,位于氣管的外側,其腹面被胸骨舌骨肌和胸骨甲狀肌所覆蓋。用玻璃分針將氣管兩側上述肌肉分離后,用左手拇指和食指輕輕捏住分離的左側肌肉和皮膚,稍向外翻,即可將血管神經(jīng)束翻于食指之上。然后用玻璃分針分離頸總動脈外的結締組織膜,將動脈分離約4cm長,并向頭端追索到甲狀軟骨上緣,暴露頸動脈竇,在頸動脈下穿一棉線。用同樣的方法可分離右側頸總動脈。3.2頸部神經(jīng)的分離輕輕提起左側頸總動脈下的線,即可清楚看到三條粗細不同的神經(jīng)。其中迷走神經(jīng)最粗,呈白色，一般位于外側,易于識別；交感神經(jīng)較細,略呈灰色，一般位于內側；減壓神經(jīng)最細，呈白色,一般位于迷走神經(jīng)和交感神經(jīng)之間。

由于家兔品種不同及個體間的差異,三條神經(jīng)的位置有較大的變異,應注意識別。識別準確后,用玻璃分針順著神經(jīng)的方向,小心分離其外的結締組織膜,-般先分離減壓神經(jīng),然后再分離交感神經(jīng)和迷走神經(jīng),并分別在各神經(jīng)下穿不同顏色的線（雙線）備用。4、氣管切開術在喉頭下2-3cm處的氣管上作一“T”型切口,將與氣管口徑相近的氣管插管向心方向插入氣管中，用線結扎,并將余線固定于氣管插管的分叉處,以防氣管插管脫落。5、腹部手術剪去劍突部位腹部被毛,切開胸骨下端劍突部位的皮膚,并沿腹白線再切開長約2cm的切口。細心分離劍突軟骨并結扎,線的另一端連于張力換能器上,張力換能器連接于計算機BL-410的1通道上。6、開機→BL-410生物機能實驗系統(tǒng)→實驗項目→呼吸實驗→呼吸運動調節(jié)這時可看到在屏幕上顯示4個波形窗口,鼠標左雙擊1通道窗口,即只顯示出1通道波形窗口,在屏幕右下角選實驗標記。鼠標點開始即可描記呼吸運動曲線。7、觀察項目7.1慢速記錄正常的呼吸運動曲線,注意分清吸氣與呼氣時的曲線方向；7.2增加無效腔對呼吸運動的影響將橡皮管(長約lm,內徑0.7cm)連于氣管插管的一個側管上,用止血鉗夾閉另一側管,使無效腔增加,觀察并記錄呼吸運動的變化。當呼吸運動出現(xiàn)明顯改變后立即去掉橡皮管使呼吸運動恢復正常；7.3窒息對呼吸運動的影響將氣管插管的兩個側管同時夾閉,觀察并記錄呼吸運動的變化；7.4血中酸性物質增多的效應取5ml注射器,由耳緣靜脈較快地注入3%乳酸溶液2m1,觀察呼吸運動的變化；7.5分別刺激迷走神經(jīng)中樞端和外周端,觀察并記錄呼吸運動。注意事項1、實驗過程中，要防止動脈套管刺破頸總動脈和發(fā)生凝血現(xiàn)象；2、剪去一段劍突軟骨時，不能剪得過深，以免傷及其下附著的膈肌，并要保證劍突軟骨與胸骨完全分離；3、在分離神經(jīng)及穿線時,切勿損傷與其伴行的神經(jīng)；4、在頸總動脈近甲狀腺處有甲狀腺前動脈,分離時應稍靠下方,以免損傷；5、注射要緩慢，兔舌要拉出，頸部必須放正拉直。實驗十、實驗動物環(huán)境因子檢測目的1、正確使用環(huán)境因子檢測儀器；2、了解噪音計、光度計、溫度計、濕度計的測定原理；3、學習測定方法。內容測定各種實驗動物環(huán)境的照度、噪音、溫度和濕度。實驗十一、小白鼠走迷宮目的1.通過觀察、分析小白鼠學習和記憶過程，理解大腦在動物行為機制建立中的作用。2.通過實驗，了解影響動物學習和記憶能力的因素。3.通過實驗，了解數(shù)據(jù)統(tǒng)計分析在科學研究中的重要作用。實驗原理老鼠接近人類，通過老鼠的實驗可以間接地了解人腦的功能。學習和記憶是神經(jīng)系統(tǒng)高級中樞的重要機能之一。學習是神經(jīng)系統(tǒng)不斷接受環(huán)境刺激而獲得的行為習慣或經(jīng)驗；獲得的行為習慣或經(jīng)驗維持一定時間的能力就是記憶。動物的學習和記憶能力對其生存具有重要意義。在人為設置的迷宮里，動物通過不斷感受復雜通道的結構，調整和改進自己的行為。隨著訓練次數(shù)的增加，條件反射逐漸建立，以至在大腦皮層形成記憶。通過記錄動物搜尋食物的時間長短可以對此加以評價。同時也可以考察一些刺激（如饑餓和化學藥劑）對記憶力的影響。實驗材料小白鼠。用品由學生根據(jù)實驗需要自行準備。實驗步驟（一）實驗準備1.用硬紙板或木板構建迷宮。高度以小白鼠不能爬上為宜，上面也可以蓋上一玻璃板。選擇健康活潑的小白鼠5只，要求年齡和體重一致，實驗前饑餓一天，但提供水。另選擇一只未經(jīng)饑餓處理的小白鼠備用。在迷宮內特定位置放置一塊面包。（二）實驗項目1.饑餓處理的小白鼠1只，放置在迷宮入口，記錄其找到食物所需時間。5分鐘后，重復上述步驟，同樣的間隔時間對其進行四次實驗，每只小白鼠共計進行5次實驗。2.對其余四只饑餓處理的小白鼠進行5次實驗，記錄每只小白鼠找到食物所需時間。3.數(shù)據(jù)處理根據(jù)實驗數(shù)據(jù)，求出5只小白鼠每次實驗找到食物所需時間的平均值。以實驗次數(shù)為橫坐標，找到食物的時間為縱坐標，建立直角坐標系，制作標準曲線。把上述平均值標在坐標紙上并連接各點，從而得到實驗數(shù)據(jù)與尋找時間的關系曲線。觀察圖形的變化趨勢。4.取未經(jīng)饑餓處理的小白鼠進行步驟1，把記錄的時間與標準曲線進行對比，分析小白鼠記憶力的變化。5.取1只饑餓處理的小白鼠稱重，皮下注射120mg/kgNaNO2，然后讓其走迷宮，重復步驟1，將所記錄的時間與標準曲線對比，分析小白鼠記憶力的變化。6.另取1只饑餓處理的小白鼠稱重，測試前半小時將小白鼠灌服20%-40%酒精100ml/kg。將所記錄的時間與標準曲線進行對比，分析小白鼠記憶力的變化。7.再取1只饑餓處理的小白鼠靜脈注射乙酰膽堿，重復步驟1，將所記錄的時間與標準曲線對比，分析小白鼠記憶力的變化實驗改進點實驗用年老的小鼠與小白鼠進行對比考察年齡對學習和記憶力的影響。實驗考察乙酰膽堿和NaNO2對小白鼠學習和記憶力的影響。實驗注意事項1、選材為活潑健康的小白鼠，不能選運動機能和記憶力差的小白鼠。2、為了避免嗅覺對測試的影響，做每一個實驗項目前都應對迷宮進行清潔。實驗分工和負責找資料，負責整理和制作，實驗改進點由這幾人討論。實驗預期結果隨著小白鼠學習和記憶過程的進行，小白鼠找到食物的時間會越來越短。未經(jīng)饑餓處理的小白鼠由于沒有饑餓的刺激，找到食物的時間會更長。由于NaNO2是缺氧劑，會造成腦部缺氧，從而破壞記憶的保持，因此小白鼠找到食物的時間會變長。測試前半小時將小白鼠灌服20%-40%酒精可以明顯干擾記憶的再現(xiàn)，因此小白鼠找到食物的時間會變長。小白鼠腦部乙酰膽堿的增加會增強記憶力，因此小白鼠找到食物的時間會變短。思考1.小白鼠的年齡對學習和記憶有沒有影響？2.人的大腦也和小白鼠有類似的結果嗎？3.乙酰膽堿在該實驗中的作用機理是什么？實驗參考資料《實驗動物和動物實驗技術》苗明三主編中國醫(yī)藥出版社.北京.1997.6《動物生物學實驗技術》黃詩箋主編高等教育出版社施普林出版社2001.8：109，131，132《實驗動物學》羅滿林、顧為望主編中國農(nóng)業(yè)出版社2002.8P127-143.實驗十二消化系統(tǒng)疾病動物模型建立及驗證（設計）（一）病毒性肝炎模型常用方法是注射乙型肝炎病人血清復制乙型肝炎模型。但大部分實驗動物對甲型肝炎病毒不易感。我國已有報導紅面獼猴、恒河猴、人及野生樹鼩種毒后出現(xiàn)人甲型肝炎現(xiàn)象。近年來發(fā)現(xiàn)某些鴨肝炎病毒的特征與人肝炎病毒十分相似，故用鴨作為人肝炎模型也開始增多。（二）免疫性肝炎模型慢性或遷延性肝炎患者體內存在著抗肝細胞成分抗體。1959年國外有人用肝組織懸液加弗氏佐劑免疫豚鼠，成功地誘發(fā)了肝細胞變性及壞死病變。也有人報導肝膜蛋白（LSP）加佐劑分次注射產(chǎn)生動物免疫性肝炎模型。（三）胃、腸道潰瘍模型在動物身上復制胃、腸道潰瘍的方法較多，但所用的方法不同，引起的潰瘍病變也各有特點。常用的方法有：1．應激法以各種強烈的傷害性刺激（如強迫制動、饑餓、寒冷等），引起動物發(fā)生應激性潰瘍。如把動物浸入冷水中或放在應激箱中不斷地遭受電刺激，使之劇烈不安，一晝夜即能引起胃粘膜出血及潰瘍。這種方法簡單，成功率達99%以上。2．藥物法給動物投服或注射一定量的組織胺、胃泌素、腎上腺類固醇、水楊酸鹽、血清素、利血平、保泰松等可造成動物胃腸潰瘍。如給豚鼠小劑量的組織胺，連續(xù)數(shù)天，可引起胃、十二指腸、食道等發(fā)生潰瘍。又如可用利血平、血清緊張素、阿斯匹林等誘發(fā)大白鼠或小白鼠的胃潰瘍。3．燒灼法用電極燒灼胃底部的胃壁，可造成象人的胃潰瘍病變；用濃醋酸給大鼠胃壁內注射或涂抹于胃壁漿膜面上可造成慢性潰瘍。燒灼法復制胃、腸道潰瘍模型的優(yōu)點是方法簡便，潰瘍部位可由作者自己選擇。4．結扎幽門法選用大鼠、小鼠或豚鼠，麻醉后，無菌技術下在劍突下由腹正中切開腹壁皮膚及肌層，切口長約3cm，暴露胃，沿胃向右，辯清幽門和十二指腸的聯(lián)結處，避開血管，于其下穿線，將幽門完全結扎。術后絕對禁食禁水。幽門結扎后，可刺激胃液分泌并使高酸度胃液在胃中潴留，造成胃潰瘍。這類潰瘍復制方法簡單，發(fā)生快，成功率高，但病變較表淺，嚴格地說仍然屬于胃粘膜急性出血性糜爛，與人類胃潰瘍的典型病變差距較大，適于作探索抗?jié)儾∷幬镅芯亢臀笣儼l(fā)病學方面的研究。其他還可用外科手術方法從腸道上部排除可中和胃酸的堿性膽汁、胰液或十二指腸液造成潰瘍。還可用刺激、損傷或毀損腦組織等方法造成潰瘍。（四）胰腺炎模型復制胰腺炎模型可采用使胰液外分泌發(fā)生潴留；使各種胰酶在胰管系統(tǒng)內活化；感染或某些微生物毒素的作用，影響胰腺的營養(yǎng)、代謝等。實驗動物選用狗、兔和大鼠。將狗自身膽注按0.5ml/kg體重緩慢注入狗胰腺體尾交界處的胰腺實質內，則可引起胰腺局部組織壞死及炎性浸潤，與人類急性胰腺炎和病變相似。用大腸桿菌懸液9億/ml，按1ml/kg體重，向兔胰管內逆進注射可誘發(fā)急性胰腺炎。另外也可采用大鼠腹腔內連續(xù)注射乙硫胺酸誘發(fā)成功胰腺炎模型。隨著乙硫胺酸注射時間的延長，胰腺組織可以出現(xiàn)廣泛進行性破壞和退化及胰酶水平的持續(xù)下降。（五）糖尿病模型糖尿病模型的復制方法采用注射致高血糖因子；手術切除胰腺的全部或大部；用四氧嘧啶（Alloxan）破壞胰島β細胞，造成胰性糖尿?。蛔⑸涓ぼ帐鼓I小管對糖的再吸收發(fā)生障礙并破壞酯酶致使葡萄糖磷酸化過程和脫磷酸過程障礙，引起根皮苷糖皮。四氧嘧啶復制的糖尿病動物模型是目前研究人類糖尿病較好的方法，其實驗性糖尿病近似人類糖尿病，體內代謝障礙時有可能產(chǎn)生此種衍生物，胰島外分泌部不受損傷，幾乎所有常用實驗動物都可用來進行實驗研究。模型胰島的β細胞不是功能消失，而是功能不同程度的降低，有利于研究胰島組織再生和功能恢復，動物不必注射胰島素即可存活很久。大鼠造型劑量為12mg/100g體重，家兔為150～200mg/kg體重，狗約為50～60mg/kg體重。家兔根皮苷皮糖尿病造型劑量為0.5%根皮苷按15m/kg體重，皮下注射。注意所用四氧嘧啶和根皮苷溶液必須現(xiàn)配現(xiàn)用。實驗十三、骨質疏松動物模型建立和驗證（設計）九、實驗動物采血方法實驗研究中，經(jīng)常要采集實驗動物的血液進行常規(guī)檢查或某些生物化學分析，故必須掌握血液的正確采集、分離和保存的操作技術。采血方法的選擇，主要決定于實驗的目的所需血量以及動物種類。凡用血量較少的檢驗如紅、白細胞計數(shù)、血紅蛋白的測定，血液涂片以及酶活性微量分析法等，可刺破組織取毛細血管的血。當需血量較多時可作靜脈采血。靜脈采血時，若需反復多次，應自遠離心臟端開始，以免發(fā)生栓塞而影響整條靜脈。例如，研究毒物對肺功能的影響、血液酸堿平衡、水鹽代謝紊亂，需要比較動、動脈血氧分壓、二氧化碳分壓和血液pH值以及K+、Na+、CI-離子濃度，必須采取動脈血液。采血時要注意：⑴采血場所有充足的光線；室溫夏季最好保持在25-28℃，冬季，15-20℃為宜；⑵采血用具有采用部位一般需要進行消毒；⑶采血用的注射器和試管必須保持清潔干燥；⑷若需抗凝全血，在注射器或試管內需預先加入抗凝劑。現(xiàn)將采用血方法按動物和部位分別加以介紹。不同動物采血部位與采血量的關系可參考表11-7。表11-7不同動物采血部位與采血量的關系全屏顯示該表格采血量采血部位動物品種取少量血尾靜脈耳靜脈眼底靜脈叢舌下靜脈腹壁靜脈冠、腳蹼皮下靜脈大鼠、小鼠兔、狗、貓、豬、山羊、綿羊兔、大鼠、小鼠兔青蛙、蟾蜍雞、鴨、鵝取中量血后肢外側皮下小隱靜脈前肢內側皮下頭靜脈耳中央動脈頸靜脈心臟斷頭翼下靜脈頸動脈狗、猴、貓狗、猴、貓兔狗、貓、兔豚鼠、大鼠、小鼠大鼠、小鼠雞、鴨、鴿、鵝雞、鴨、鴿、鵝取大量血股動脈、頸動脈心臟頸靜脈摘眼球狗、猴、貓、兔狗、猴、貓、兔馬、牛、山羊、綿羊大鼠、小鼠常用實驗動物的最大安全采血量與最小的致死采用血量，見表11-8。表11-8常用實驗動物的最大安全采血量與最小致死采血量全屏顯示該表格動物品種最大安全采血量（ml）最小致死采血量（ml）小鼠0.20.3大鼠12豚鼠510兔1040狼狗100500獵狗50200猴1560(一)小鼠、大鼠采血法1.割(剪）尾采血當所需血量很少時采用本法。固定動物并露出鼠尾。將尾部毛剪去后消毒，然后浸在45℃左右的溫水中數(shù)分鐘，使尾部血管充盈。再將尾擦干，用銳器（刀或剪刀）割去尾尖0.3-0.5cm，讓血液自由滴入盛器或用血紅蛋白吸管吸取，采血結束，傷口消毒并壓迫止血。也可在尾部作一橫切口，割破尾動脈或靜脈，收集血液的方法同上。每鼠一般可采血10余次以上。小鼠每次可取血0.1ml，大鼠0.3～0.5ml。2.鼠尾刺血法大鼠用血量不多時（僅做白細胞計數(shù)或血紅蛋白檢查），可采用本法。先將鼠尾用溫水擦拭，再用酒精消毒和擦拭，使鼠尾充血。用7號或8號注射針頭，刺入鼠尾靜脈，拔出針頭時即有血滴出，一次可采集10～50mm3。如果長期反復取血，應先靠近鼠尾末端穿刺，以后再逐漸向近心端穿刺。3.眼眶靜脈叢采血采血者的左手拇食兩指從背部較緊地握住小鼠或大鼠的頸部（大鼠采血需帶上紗手套），應防止動物窒息。當取血時左手拇指及食指輕輕壓迫動物的頸部兩側，使眶后靜脈叢充血。右手持續(xù)接7號針頭的1ml注射器或長頸（3～4cm）硬質玻璃滴管（毛細管內徑0.5-1.0mm），使采血器與鼠面成45℃的夾角，由眼內角刺入，針頭斜面先向眼球，刺入后再轉180度使斜面對著眼眶后界。刺入濃度，小鼠約2～3mm，大鼠約4～5mm。當感到有阻力時即停止推進，同時，將針退出約0.1-0.5mm，邊退邊抽。若穿刺適當血液能自然流入毛細管中，當?shù)玫剿璧难亢?，即除去加于頸部的壓力，同時，將采血器拔出，以防止術后穿刺孔出血。若技術熟練，用本法短期內可重復采血均無多大困難。左右兩眼輪換好。體重20-25g的小鼠每次可采血0.2-0.3ml；體重200-300g大鼠每次可采血0.5-1.0ml，可適用于某些生物化學項目的檢驗。4.斷頭取血采血者的左手拇指和食指以背部較緊地握住大（?。┦蟮念i部皮膚，并作動物頭朝下傾的姿勢。右手用剪刀猛剪鼠頸，約1/2-4/5的頸部前剪斷，讓血自由滴入盛器。小鼠可采用約0.8～1.2ml;大鼠約5-10ml。5.心臟采血鼠類的心臟較小，且心率較快，心臟采血比較困難，故少用。活體采血方法與豚鼠相同。若做開胸一次死亡采血，先將動物作深麻醉，打開胸腔，暴露心臟，用針頭刺入右心室，吸取血液。小鼠約0.5-0.6ml；大鼠約0.8-1.2ml。6.頸動靜脈采血先將動物仰位固定，切開頸部皮膚，分離皮下結締組織，使頸靜脈充分暴露，可用注射器吸出血液。在氣管兩側分離出頸動脈，離心端結扎，向心端剪口將血滴入試管內。7.腹主動脈采血最好先將動物麻醉，仰臥固定在手術架上，從腹正中線皮膚切開腹腔，使腹主動脈清楚暴露。用注射器吸出血液，防止溶血。或用無齒鑷子剝離結締組織，夾住動脈近心端，用尖頭手術剪刀，剪斷動脈，使血液噴入盛器。8.股動（靜）脈采血先由助手握住動物，采血者左手拉直動物下肢，使靜脈充盈?；蛘咭圆珓訛橹笜耍沂钟米⑸淦鞔倘胙?。體重15-20g小鼠采血約0.2-0.8ml，大鼠約0.4-0.6ml。（二）豚鼠采血法1.耳緣剪口采血將耳消毒后，用銳器（刀或刀片）割破耳緣，在切口邊緣涂抹20%檸檬酸鈉溶液，阻止血凝，則血可自切口自動流出，進入盛器。操作時，使耳充血效果較好。此法能采血0.5ml左右。2.心臟采血取血前應探明心臟搏動最強部位，通常在胸骨左緣的正中，選心跳最顯的部位作穿刺。針頭宜稍細長些，以免發(fā)生手術后穿刺孔出血，其操作手法詳見兔心臟采血。因豚鼠身體較小，一般可不必將動物固定在解剖臺上，而可由助手握住前后肢進行采血即可。成年豚鼠每周采血應不超過10ml為宜。3.肌動脈采血將動脈仰位固定在手術臺上，剪去腹股溝區(qū)的毛，麻醉后，局部用碘酒消毒。切開長約2-3cm的皮膚，使股動脈暴露及分離。然后，用鑷子提起股動脈，遠端結扎，近端用止血鉗夾住，在動脈中央剪一小孔，用無菌玻璃小導管或聚乙烯、聚四氟乙烯管插入，放開止血鉗，血液即導管口流出。一次可采血10-20ml。4.背中足靜脈取血助手固定動物，將其右或左右膝關節(jié)伸直提到術者面前。術者將動物腳背面用酒精消毒，找出背中足靜脈后，以左手的拇指和食指拉住豚鼠的趾端，右手拿的注射針刺入靜脈。拔針后立即出血，呈半球狀隆起。采血后，用紗布或脫脂棉壓迫止血。反復采血時，兩后肢交替使用。（三）兔采血法1.耳靜脈采血本法為最常用的取血法之一，常作多次反復取血用，因此，保護耳緣靜脈，防止發(fā)生栓塞特別重要。將兔放入僅露出頭部及兩耳的固定盒中，或由助手以手扶住。選耳靜脈清晰的耳朵，將耳靜脈部位的毛拔去，用75%酒精局部消毒，待干。用手指輕輕摩擦兔耳，使靜脈擴張，用連有5（1/2）號針頭的注射器在耳緣靜脈末端刺破血管待血液漏出取血或將針頭逆血流方向刺入耳緣靜脈取血，取血完畢用棉球壓迫止血，此種采血法一次最多可采血5-10ml。2.耳中央動脈采血將兔置于兔固定筒內，在兔耳的中央有一條較粗、顏色較鮮紅的中央動脈，用左手固定兔耳，右手取注射器，在中央動脈的末端，沿著動脈平行地向心方向刺入動脈，即可見動脈血進入針筒，取血完畢后注意止血。此法一次抽血可達15ml。但抽血時應注意，由于兔耳中央動脈容易發(fā)生痙攣性收縮，因此抽血前，必須先讓兔耳充分充血，當動脈擴張，未發(fā)生痙攣性收縮之前立即進行抽血，如果等待時間過長，動脈經(jīng)常會發(fā)生較長時間的痙攣性收縮。取血用的針頭一般用6號針頭，不要太細。針刺部位從中央動脈末端開始。不要在近耳根部取血，因耳根部軟組織厚，血管位置略深，易刺透血管造