生物醫(yī)學(xué)研究的基本課件

1、犬的感覺系統(tǒng)有哪些特點？2、舉出小型豬的三個在醫(yī)學(xué)中適用的解剖生理特點。3、哪些動物不能在體內(nèi)合成維生素C？4、舉出貓的三個在醫(yī)學(xué)中適用的解剖生理特點。第九章

動物實驗的基本

方法和技術(shù)及影響因素

第一節(jié)

動物實驗基本方法

動物實驗按機體水平不同的可分為整體實驗和離體實驗兩種，還可進(jìn)一步具體地分為亞細(xì)胞、細(xì)胞、組織、器官，整體動物和無損傷動物等水平的實驗。按動物實驗的時間長短可分為急性實驗（2天以內(nèi)）、亞急性實驗（1～4周）和慢性實驗（2～6個月或更長時間甚至整個生命期）。

下面舉一些動物實驗的常用方法：

1．復(fù)制動物模型法：

此法是動物實驗最基本的方法，是采用人工的方法使動物在一定致病因素（機械、化學(xué)、生物和物理）作用下，造成動物的組織，器官或全身的一定損傷，復(fù)制成與人類疾病相似的動物疾病模型，來研究各種疾病的發(fā)生、發(fā)展規(guī)律及防治方法。

2．切開、分離法：

此法是以活體動物為對象的整體實驗常用方法。習(xí)慣上把在麻醉情況下，制備一些實驗條件（如活體解剖、分離暴露器官、組織或進(jìn)行一些手術(shù)制備等措施）進(jìn)行研究者稱“急性動物實驗”。4．離體組織器官法：

離體實驗是利用動物的離體組織、器官等，置于一定的存活條件下（如溫度、營養(yǎng)成分、氧氣、水、pH等）進(jìn)行觀察的一種實驗方法。如可利用離體腸管觀察藥物對腸管活動、吸收、通透性、血流情況等的影響，并進(jìn)行作用機理的分析；利用離體膽囊來篩選引起膽囊舒縮的藥物。動物組織、細(xì)胞的培養(yǎng)也常用此種方法。 離體實驗的優(yōu)點是方法比較簡單，一般不需要很復(fù)雜的儀器設(shè)備。實驗條件比較容易控制，牽涉的人力較少，因此常被列為分析性研究的一種手段。不足之處是模擬的存活條件畢竟與整體的實際情況有較大的出入，其結(jié)果也往往與體內(nèi)的變化有一定距離，因此可以作為整體研究的補充和參考。

5．瘺管法：

用無菌手術(shù)方法給動物造成不同的人造瘺管如胃腸道瘺管、膀胱瘺管、唾液腺瘺管、食道瘺管、膽囊瘺管等。這些瘺管可以收集內(nèi)臟液體，是生理學(xué)消化研究的主要方法。此種方法是慢性動物實驗所常用的方法。慢性動物實驗一般是先在無菌操作下制備好實驗?zāi)Ｐ停ǒ浌芊ㄊ瞧渲幸环N），待動物恢復(fù)健康后進(jìn)行研究。6．移植法：

一般是將動物的器官、組織或細(xì)胞進(jìn)行相互移植的一種方法。

7．生物電、活性觀察法：

對動物體各種生物電用電生理記錄儀進(jìn)行觀察記錄，如心電、肌電、腦電等；對動物組織中各種活動物質(zhì)用生物化學(xué)法測定，如各種酶，激素等。8．病理解剖學(xué)、組織學(xué)觀察法：

采用肉眼觀察、光鏡和電鏡檢查，來觀察、分析動物各種疾病時病理組織學(xué)改變?？蓮慕M織學(xué)的角度來探討疾病防治機理。

近年來由于電子顯微技術(shù)的進(jìn)展，不僅可以觀察到病變時細(xì)胞內(nèi)細(xì)胞器等亞細(xì)胞結(jié)構(gòu)的變化，而且也可以運用電子掃描方法對動物器官的微小結(jié)構(gòu)進(jìn)行完整的表層觀察。

9．免疫學(xué)觀察法：

注入抗原使動物致敏，制備各種抗血清。

采用免疫熒光技術(shù)、酶標(biāo)記免疫技術(shù)、放射免疫測定技術(shù)、免疫電鏡技術(shù)等對動物免疫后各種免疫變化進(jìn)行檢查。

10．其它方法：

如聯(lián)體動物法，條件反射法、生物遺傳法、放射生物法、藥物化學(xué)等等。（一）小鼠抓取固定方法

小鼠溫順，一般不會咬人，抓取時先用右手抓取鼠尾提起，置于鼠籠或?qū)嶒炁_向后拉，在其向前爬行時，用左手拇指和食指抓住小鼠的兩耳和頸部皮膚，將鼠體置于左手心中，把后肢拉直，以無名指和小指壓緊鼠尾后肢即可。有經(jīng)驗者直接用左手小指鉤起鼠尾，迅速以拇指和食指、中指捏住其耳后頸背部皮膚亦可。小鼠的抓取固定方法 這種在手中固定方式，能進(jìn)行實驗動物的灌胃、皮下、肌肉和腹腔注射以及其他實驗操作。

如進(jìn)行解剖、手術(shù)、心臟采血和尾靜脈注射時，則需將小鼠作一定形式的固定，解剖手術(shù)和心臟采血等均可使動物先取背臥位（必要時先行麻醉），再用大頭針或線繩將鼠前后肢依次固定在固定板上。 尾靜脈注射時，可用小鼠固定盒固定，先根據(jù)動物大小選擇好合適的固定盒，并打開鼠盒蓋，手提鼠尾巴，讓動物頭對準(zhǔn)鼠盒口并送入筒內(nèi)，露出尾巴，蓋好即可進(jìn)行尾靜脈注射或尾靜脈采血等操作。也可采用簡易的燒杯扣放法。小鼠尾靜脈注射方法（二）大鼠的抓取固定方法

大鼠的抓取基本同小鼠，只不過大鼠比小鼠牙尖性猛，不易用襲擊方式抓取，否則會被咬傷手指，抓取時為避免咬傷，可帶上帆布手套。

從籠內(nèi)抓大鼠時，同小鼠一樣抓住尾巴提起來，要抓鼠尾巴的基部或中部，不能捉尾尖，也不能讓大鼠懸在空中時間過長，否則會激怒大鼠，并易致尾部皮膚脫落。（三）蛙類的抓取固定方法

蛙類抓取方法宜用左手將動物背部貼緊手掌固定，以中指、無名指、小指壓住其左腹側(cè)和后肢，拇指和食指分別壓住左、右前肢，右手進(jìn)行操作。（四）豚鼠的抓取固定方法

豚鼠較為膽小易驚，不宜強烈刺激和受驚，所以在抓取時，必須穩(wěn)、準(zhǔn)和迅速。一般抓取方法是：先用手掌迅速扣住鼠背，抓住其肩胛上方，以拇指和食指環(huán)握頸部，力量要適中，另一只手托住臀部。不能抓腰腹部，這樣容易造成肝破裂而引起死亡。 固定的方式基本同大鼠。豚鼠的抓取固定方法（五）兔的抓取固定方法

1．抓?。簩嶒灱彝枚鄶?shù)飼養(yǎng)在籠內(nèi)，所以抓取較為方便，一般以右手抓住兔頸部的毛皮提起，然后左手托其臀部或腹部，讓其體重的大部分集中在左手上，這樣就避免了抓取過程中的動物損傷。不能采用抓雙耳或抓提腹部。

家兔抓取方法1、2、3均為不正確的抓取方法（1．可損傷兩腎，2．可造成皮下出血，3．可傷兩耳），4、5為正確的抓取方法。頸后部的皮厚可以抓，并用手托兔體。2．固定：一般將家兔的固定分為盒式、臺式和馬蹄形三種。盒式固定，適用于兔耳采血、耳血管注射等情況；若做血壓測量、呼吸等實驗和手術(shù)時，則需將兔固定在兔臺上，四肢用粗棉繩活結(jié)綁住，綁在兔臺四周的固定木塊上，頭以固定夾固定或用一根粗棉繩挑過兔門齒綁在兔臺鐵柱上。家兔盒式固定法家兔臺式固定法 馬蹄形固定多用于腰背部，尤其是顱腦部位的實驗，固定時先剪去兩側(cè)眼眶下部的毛皮，暴露顴骨突起，調(diào)節(jié)固定器兩端釘形金屬棒。使其正好嵌在突起下方的凹處，然后在適當(dāng)?shù)母叨裙潭ń饘侔簟Ｓ民R蹄形固定器可使兔取用背臥位和腹臥位，所以是研究中常采用的固定方法。家兔馬蹄形固定（六）狗的抓取固定方法

未經(jīng)訓(xùn)練用于急性實驗的狗性兇惡，能咬人，因此進(jìn)行實驗時第一個步驟就是要綁住狗嘴。馴服的狗綁嘴時可從側(cè)面靠近輕輕撫摸其頸背部皮毛，然后迅速用布帶縛住其嘴。方法是用布帶迅速兜住狗的下頜，繞到上頜打一個結(jié)，再繞回下頜下打第二結(jié)，然后將布帶引至頭后頸項部打第三個結(jié)，并多系一個活結(jié)（以備麻醉后解脫）。注意捆綁松緊度要適宜。狗嘴捆綁法 倘若此舉不成，應(yīng)用狗頭鉗夾住其頸部，將狗按倒在地，再綁其嘴。如實驗需要靜脈麻醉時，可先使動物麻醉后再移去狗頭鉗，還應(yīng)解去綁嘴帶（以免影響呼吸），把動物放在實驗臺上，然后先固定頭部，再固定四肢。1．頭部固定：固定狗頭需用一特制的狗頭固定器。操作時先將狗舌拉出，把狗嘴插入固定器內(nèi)，旋轉(zhuǎn)螺絲固定在實驗臺的鐵柱上。

2.四肢固定：如采取仰臥位，四肢固定方法與家兔相同。

三、實驗動物被毛的去除方法

動物的被毛可影響實驗操作和結(jié)果的觀察，因此實驗中常需去除或剪短動物的被毛。除毛的方法有:拔毛法、機械法（剪毛法或剃毛法）和化學(xué)法（脫毛法）三種。

1、拔毛法：兔耳緣靜脈、小白鼠尾靜脈注射或取血時，需用拇指、食指將局部被毛拔去，以利操作。

2、剃毛法：在大動物做慢性手術(shù)時常用。先用溫肥皂水將需剃毛部位充分浸潤透，然后用剃須刀順被毛方向進(jìn)行剃毛。若采用電動剃刀，則逆被毛方向剃毛。3、剪毛法：急性實驗時常用。固定動物后，用粗剪刀剪去所需部位的被毛。剪毛時需注意以下幾點：

⑴把剪刀貼緊皮膚剪，不可用手提起被毛，以免剪破皮膚；

⑵依次剪毛，不要亂剪；

⑶先將剪毛部位用水浸潤，剪下的毛集中放在一個容器內(nèi)，勿遺留在手術(shù)野和兔臺周圍，以保證手術(shù)野的清潔。

4、脫毛法：脫毛系指用化學(xué)藥品脫去動物的被毛，適用于無菌手術(shù)野的準(zhǔn)備以及觀察動物局部皮膚血液循環(huán)和病理變化。

常用脫毛劑的配方：

⑴硫化鈉3g、肥皂粉1g，淀粉7g，加水適量調(diào)成

糊狀。

⑵硫化鈉8g、淀粉7g、糖4g、甘油5g、硼砂1g，

加水75ml。

⑶硫化鈉8g，溶于100ml水中。

以上脫毛劑配方適用于家兔、大白鼠、小白鼠等小動物的脫毛。

⑷硫化鈉10g、生石灰15g，溶于100ml水內(nèi)，此配

方適用于狗等大動物的脫毛。 使用以上各種脫毛劑，都應(yīng)事先剪短被毛，以節(jié)省脫毛劑，并減少對皮膚的刺激反應(yīng)，應(yīng)用時用棉球蘸脫毛劑，在所需局部涂一薄層，2-3分鐘后，用溫水洗去脫落的被毛，以紗布擦干局部，涂一層油脂即可。

四、實驗動物給藥途徑和方法

在動物實驗中，為了觀察藥物對機體功能、代謝及形態(tài)引起的變化，常需用藥物給動物。

給藥的方法可分為注射法、攝入法（用于消化道）、涂布法（用于皮膚）和吸入法（用于呼吸道）等。

給藥的途徑是多種多樣的，可根據(jù)實驗?zāi)康摹嶒炓?、實驗動物種類和藥物劑型等情況確定。（一）注射法：

1、皮下注射：

注射時以左手拇指和食指提起皮膚，將連有注射器的5（1/2）號針頭刺入皮下。皮下注射一般常用于手術(shù)部位的麻醉。

2、肌肉注射

肌肉注射應(yīng)選肌肉發(fā)達(dá)，無大血管通過的部位，一般多選臀部。注射時垂直迅速刺入肌肉，回抽針?biāo)ㄈ鐭o回血，即可進(jìn)行注射。3、皮內(nèi)注射

皮內(nèi)注射是將藥液注入皮膚的表皮和真皮之間，操作時需將注射的局部脫去被毛，消毒后，用左手拇指和食指按住皮膚并使之繃緊，在兩指之間，用結(jié)核菌素注射器連4號細(xì)針頭，緊貼皮膚表層刺入皮內(nèi)，然后再向上挑起并再稍刺入，即可注射藥液，此時會感到有較大阻力，可見皮膚表面鼓起一白色小皮丘。

多用于接種、過敏試驗等。4、腹腔注射

用大、小白鼠做實驗時，以左手抓住動物，使腹部向上，右手將注射針頭于左（或右）下腹部刺入皮下，使針頭向前推

0.5～1.0cm，再以45°角穿過腹肌，固定針頭，緩緩注入藥液，為避免傷及內(nèi)臟，可使動物處于頭低位，使內(nèi)臟移向上腹。若實驗動物為家兔，進(jìn)針部位為下腹部的腹白線離開1cm處。小鼠腹腔注射方法5、靜脈注射：

靜脈注射應(yīng)根據(jù)不同動物選擇血管部位。大、小鼠多選用尾靜脈注射，兔多選用耳緣靜脈注射，犬多選用后肢小隱靜脈或前肢內(nèi)側(cè)頭靜脈注射，豚鼠多選用耳靜脈或后肢小隱靜脈注射。

因為靜脈注射是通過血管內(nèi)給藥，所以只限于液體藥物，但不能用混懸液。①耳緣靜脈注射主要用于兔、豚鼠等。兔耳部血管分布清晰。耳中央為動脈，耳外緣為靜脈。內(nèi)緣靜脈深不易固定，故不常用。外緣靜脈表淺易固定，常用。先拔去注射部位的被毛，用手指彈動或輕揉兔耳，使靜脈充盈，左手食指和中指夾住靜脈的近端，拇指繃緊靜脈的遠(yuǎn)端，無名指及小指墊在下面，右手持注射器連6號針頭盡量從靜脈的遠(yuǎn)端刺入，移動拇指于針頭上以固定針頭，放開食指和中指，將藥液注入，然后拔出針頭，用手壓迫針眼片刻。

家兔耳緣靜脈注射方法②尾靜脈注射主要用于大、小鼠。鼠尾靜脈有三根（上、左、右），左右兩側(cè)尾靜脈比較容易固定，多采用，上側(cè)一根也可采用，但位置不容易固定。操作時先將動物固定在鼠盒內(nèi)或扣在燒杯中，使尾巴露出，尾部用45～50℃的溫水浸潤1分鐘或用酒精擦拭使血管擴張，并可使表皮角質(zhì)軟化。 以左手拇指和食指捏住鼠尾兩側(cè)，使靜脈充盈，用中指從下面托起尾巴，以無名指和小指夾住尾巴的末梢，右手持注射器連4號細(xì)針頭，使針頭與靜脈平行（小于30°），從尾下1/3處（約距尾尖2-3厘米）處進(jìn)針，此處皮薄易于刺入，先緩注少量藥液，如無阻力，表示針頭已進(jìn)入靜脈，可繼續(xù)注入。注射完畢后把尾部向注射側(cè)彎曲以止血。如需反復(fù)注射，應(yīng)盡可能從末端開始，以后向尾根部方向移動注射。小鼠尾靜脈注射方法③狗靜脈注射多選前肢內(nèi)側(cè)皮下頭靜脈或后肢小隱靜脈（豚鼠也有時用）注射。

注射前由助手將動物側(cè)臥，剪去注射部位的被毛，消毒后，用膠皮帶扎緊（或用手捏緊）靜脈近端，使血管充盈，從靜脈的遠(yuǎn)端將注射針頭平行刺入血管，待有回血后，松開綁帶（或兩手），緩緩注入藥液。狗前肢頭靜脈注射狗后肢小隱靜脈注射④蛙（或蟾蜍）：將蛙或蟾蜍腦脊髓破壞后，仰臥固定于蛙板上，沿腹中線稍左剪開腹肌，可見到腹壁靜脈貼著腹壁肌肉下行，將注射針頭沿血管平行方向刺入即可。

其它還有淺背側(cè)足中靜脈注射、股靜脈或頸外靜脈注射在不同動物中也偶用。蛙腹壁靜脈注射幾種常用的動物不同給藥途徑的注射量(ml)注射

途徑小鼠大鼠豚鼠兔狗腹腔0.2-1.01-32-55-105-15肌肉0.1-0.20.2-0.50.2-0.50.5-1.02-5靜脈0.2-0.51-21-53-105-15皮下0.1-0.50.5-1.00.5-21.0-3.03-106、淋巴囊注射

蛙類常采用此法，因其皮下有數(shù)個淋巴囊，注入藥物甚易吸收。腹部淋巴囊和頭背淋巴囊常作為蛙類給藥途徑。一般多選用腹部淋巴囊給藥。注射時將針頭從蛙大腿上端刺入，經(jīng)大腿肌層入腹壁肌層，再進(jìn)入腹壁皮下，即進(jìn)入淋巴囊，然后注入藥液。有時也可采用胸淋巴囊給藥。方法是將針頭刺入口腔，使穿過下頜肌層入胸淋巴囊內(nèi)注入藥液，一次最大注射量為1毫升。蛙全身分布為咽、胸、背、腹側(cè)、腹、大腿和腳等七個淋巴囊。

蛙全身淋巴囊分布7、椎管內(nèi)注射：

此法主要用于椎管麻醉或抽取腦脊液。將家兔作自然俯臥式，在第七腰椎位置剪毛消毒。將其尾端向腹側(cè)彎曲，使腰骶部凸出，在第七腰椎與第一骶椎之間摸到第七腰椎間隙，插入腰椎穿刺針頭。當(dāng)針到達(dá)椎管內(nèi)時（珠網(wǎng)膜下腔），可見到兔的后肢跳動，即證明穿刺針頭已進(jìn)入椎管。這時不要再向下刺，以免損傷脊髓。固定好針頭，即可將藥物注入。8．小腦延髓池給藥

此種給藥是在動物麻醉情況下進(jìn)行的。而且常采用大動物如狗等，小動物很少采用。將狗麻醉后，使狗頭盡量向胸部屈曲，用左手摸到其第一頸椎上方的凹陷（枕骨大孔），固定位置，右手取7號鈍針頭（將針頭尖端磨鈍），由此凹陷的正中線上，順平行狗的方向，小心地刺入小腦延髓池。 當(dāng)針頭正確刺入小腦延髓池時，注射者會感到針頭再向前穿時無阻力，同時可以聽到很輕的“咔嚓”一聲，即表示針頭已穿過硬腦膜進(jìn)入小腦延髓池，而且可抽出清亮的腦脊液，注射藥物前，先抽出一些腦脊液，抽取量根據(jù)實驗需要注入多少藥液決定，即注入多少抽取多少，以保持原來腦脊髓腔里的壓力。

狗小腦延髓池給藥9、腦內(nèi)給藥：

此法常用于微生物學(xué)動物實驗，將病原體等接種于被檢動物腦內(nèi)，然后觀察接種后的各種變化。小鼠腦內(nèi)給藥時，選套有塑料管、針尖露出2mm深的針頭，消毒后，由鼠正中額部刺入腦內(nèi)，注入藥物或接種物。給豚鼠、兔、狗等進(jìn)行腦內(nèi)注射時，須先用穿顱鋼針穿透顱骨，再用注射器針頭刺入腦部，再徐徐注入被檢物。注射速度一定要慢，避免引起顱內(nèi)壓急驟升高。10、關(guān)節(jié)腔內(nèi)給藥

：

此種方法常用于關(guān)節(jié)炎的動物模型復(fù)制。兔給藥時，將兔仰臥固定于兔固定臺上，剪去關(guān)節(jié)部被毛，用碘酒或酒精消毒，然后用手從下方和兩旁將關(guān)節(jié)固定，把皮膚稍移向一側(cè)，在臏韌帶附著點處上方約0.5厘米處進(jìn)針。針頭從上前方向下后方傾斜刺進(jìn)，直至針頭遇阻力變小，然后針頭稍后退，以垂直方向推到關(guān)節(jié)腔中。針頭進(jìn)入關(guān)節(jié)腔時，通?？捎泻孟蟠唐票∧さ母杏X，表示針頭已進(jìn)入膝關(guān)節(jié)腔內(nèi)，即可注入藥液。（二）攝入法給藥

攝入法給藥可分為自動口服給藥、強制灌胃給藥和注入直腸給藥三種方式。

1、自動口服給藥：把藥物放入飼料或溶入飲水中讓動物自動攝取。此法簡單方便，不會因操作失誤導(dǎo)致動物死亡。但由于動物狀態(tài)和嗜好不同，飲水和飼料的攝取量不同不能保證給藥量準(zhǔn)確。一般適用于動物疾病的防治、藥物的毒性觀察、某些與食物有關(guān)的人類疾病的復(fù)制等。2、強制灌胃給藥：在急性試驗中，經(jīng)口給藥多用灌胃法，此法劑量準(zhǔn)確，適用于小白鼠、大白鼠、豚鼠、家兔等動物。

①小鼠、大鼠（或豚鼠）用輸血針頭或小號腰穿針頭，將其尖端斜面磨去，用焊錫在針尖周圍焊一圓頭，注意勿堵塞針孔，即成灌胃針；亦可用燒成圓頭的硬質(zhì)玻璃毛細(xì)管或特制的塑料毛細(xì)管，作為導(dǎo)管。 灌胃時將針接在注射器上，吸入藥液。左手抓住鼠背部及頸部皮膚將動物固定，右手持注射器，將灌胃針插入動物口中，沿咽后壁徐徐插入食道。動物應(yīng)固定成垂直體位，針插入時應(yīng)無阻力。若感到阻力或動物掙扎時，應(yīng)立即停止進(jìn)針或?qū)⑨槹纬?，以免損傷或穿破食道以及誤入氣管。

一般當(dāng)灌胃針插入小鼠3－4cm，大鼠或豚鼠4-6cm后可將藥物注入。常用的灌胃量小鼠為1ml，大鼠4-7ml，豚鼠為5-8ml。

②狗、兔、貓、猴灌胃時，先將動物固定，再將特制的擴口器放入動物口中，擴口器之寬度可視動物口腔大小而定，如狗的擴口器可用木料制成長方形，長約10-15cm，粗細(xì)應(yīng)適合狗嘴，約2-3cm，中間鉆一小孔，孔的直徑為0.5-1.0cm。 灌胃時將擴口器放于上述動物上下門牙之后，并用繩將它固定于嘴部，將帶有彈性的橡皮導(dǎo)管（如導(dǎo)尿管），經(jīng)擴口器上的小圓孔插入，沿咽后壁而進(jìn)入食道，此時應(yīng)檢查導(dǎo)管是否正確插入食道，可將導(dǎo)管外口置于一盛水的燒杯中，如不發(fā)生氣泡，此導(dǎo)管即是在食道中，未誤入氣管，即可將藥液灌入。狗灌胃方法

兔灌胃時，將兔固定在木制固定盒內(nèi)左手虎口卡住并固定好兔嘴，右手取14號細(xì)導(dǎo)尿管，由右側(cè)唇裂避開門齒，將導(dǎo)管慢慢插入，如插管順利，動物不掙扎，插入約15cm時，即表示插入胃內(nèi)，將藥液注入。

動物一次灌胃能耐受的最大容積家兔為80-150ml，狗為200-500ml。3、注入直腸給藥：用導(dǎo)尿管由動物肛門插入直腸給藥。在導(dǎo)尿管頭上涂上凡士林，由助手使兔蹲臥于桌上，以左臂及左腋輕輕按住兔頭及前肢，以左手拉住兔尾，露出肛門，并用右手輕握后肢，實驗者將橡皮管插入家兔肛門內(nèi)，深度約7～9cm，如為雌性動物，注意勿誤插入陰道（肛門緊接尾根）。橡皮管插好后，將注射器與橡皮管套緊，即可灌注藥液。

（三）其它途徑給藥

1．呼吸道給藥：呈粉塵、氣體及蒸氣或霧等狀態(tài)存在藥物或毒氣，均需要通過動物呼吸道給藥。如一般實驗時給動物作乙醚吸入麻醉；給動物吸一定量的氨氣、二氧化碳等觀察呼吸、循環(huán)等變化；給動物定期吸入一定量的SO2、鋸末煙霧等可造成慢性氣管炎動物模型等；特別在毒物學(xué)實驗中應(yīng)用更為廣泛。

2．涂布法給藥：

為了鑒定藥物或毒物經(jīng)皮膚的吸收作用、局部作用、致敏作用和光感作用等，均需采用經(jīng)涂布皮膚給藥方法。如家兔和豚鼠常采用脊柱兩側(cè)的背部一定面積的皮膚脫毛后，將一定藥液涂在皮膚上，藥液經(jīng)皮膚吸收。

大、小鼠可采用浸尾方式經(jīng)尾皮給藥。常用實驗動物的最大給藥量和使用針頭規(guī)格

動物名稱項目灌胃皮下注射肌肉注射腹腔注射靜脈注射小白鼠最大給藥量使用針頭1ml9(鈍頭)0.4ml5(1/2)0.4ml5(1/2)1ml5(1/2)0.8ml4大白鼠最大給藥量使用針頭1ml靜脈切開針1ml60.4ml62ml64ml

5豚鼠最大給藥量使用針頭3ml靜脈切開針1ml6(1/2)0.5ml6(1/2)4ml75ml

5兔最大給藥量使用針頭20ml10號導(dǎo)尿管2ml6(1/2)

2ml6(1/2)5ml710ml6貓最大給藥量使用針頭20ml10號導(dǎo)尿管20ml72ml75ml710ml

6蛙淋巴囊注射

最大注射量

1ml/只五、實驗動物的麻醉

在一些動物實驗，特別是手術(shù)等實驗，為減少動物的掙扎和保持其安靜，并便于操作，常對動物采用必要的麻醉。適當(dāng)?shù)穆樽韺ΡＷC動物實驗的順利進(jìn)行和獲得滿意的實驗結(jié)果有著十分重要的作用。

由于實驗?zāi)康摹游锓N屬間的差異、健康狀況不同等情況，所采用的麻醉方法和選用的麻醉劑亦有不同。(一)常用的麻醉劑

動物實驗中常用的麻醉劑分為全身性麻醉劑和局部麻醉劑。

1．全身性麻醉劑：

①揮發(fā)性麻醉劑，包括乙醚、氯仿等。乙醚吸入麻醉適用于各種動物，其麻醉量和致死量差距大，麻醉安全度亦大，動物麻醉深度容易掌握，而且麻后蘇醒較快。其缺點是對局部刺激作用大，可引起上呼吸道粘膜液體分泌增多，再通過神經(jīng)反射可影響呼吸、血壓和心跳活動，并且容易引起窒息。②戊巴比妥鈉：為中效巴比妥類藥物。是最常用的麻醉劑。一般作用時間可維持2—4h。

③其它的非揮發(fā)性麻醉劑，種類較多，包括苯巴比妥鈉、硫噴妥鈉等巴比妥類的衍生物，氨基甲酸乙脂、氯胺酮和水合氯醛等。

2．局部麻醉劑：常用的有普魯卡因（奴佛卡因）、的卡因、和利多卡因。（二）動物的麻醉方法

1．全身麻醉

（1）吸入法：用一塊圓玻璃板和一個鐘罩或一個密閉的玻璃箱作為揮發(fā)性麻醉劑的容器，多選用乙醚作麻藥。麻醉時用幾個棉球，將乙醚倒在其中，迅速轉(zhuǎn)入鐘罩或箱內(nèi)，讓其揮發(fā)，然后把待麻醉動物投入，約隔4-6分鐘即可麻醉。 麻醉后應(yīng)立即取出，并準(zhǔn)備一個蘸有乙醚的棉球小燒杯，在動物麻醉變淺時給套在鼻上使其補吸麻藥。本法最適于大、小鼠的短期操作性實驗的麻醉，當(dāng)然也可用于較大的動物，只是要求有麻醉口罩或較大的玻璃箱罷了。由于乙醚燃點很低，遇火極易燃燒，所以在使用時，一定要遠(yuǎn)離火源。

（2）腹腔和靜脈給藥麻醉法

非揮發(fā)性麻醉劑可用作腹腔和靜脈注射麻醉，操作簡便，是常采用的方法。腹腔給藥麻醉多用于大、小鼠和豚鼠，較大的動物如兔、狗等則多用靜脈給藥進(jìn)行麻醉。由于各麻醉劑的作用長短以及毒性的差別。所以在腹腔和靜脈麻醉時，一定控制藥物的濃度和注射量。

常用麻醉劑的用法及劑量麻醉劑動物給藥方法劑

量（mg/kg）常用濃度%維持時間戊巴比妥納狗、兔靜脈303

2-4小時中途加上1/5量，可維持1小時以上，麻醉力強，易抑制呼吸。腹腔40-503大、小鼠、豚鼠腹腔40-502硫噴妥納狗、兔靜脈15-202

15-30分鐘，麻醉力強，宜緩慢注射。大白鼠腹腔401小白鼠腹腔15-201氯醛糖兔靜脈80-1002

3-4小時，誘導(dǎo)期不明顯大白鼠腹腔502烏拉坦兔靜脈750-100030

2-4小時，毒性小，主要適用小動物的麻醉。大、小白鼠皮下或肌肉800-100020蛙淋巴囊注射0.1ml/100g20-25蟾蜍淋巴囊注射1ml/100g102．局部麻醉

局部麻醉方法很多，有表面麻醉、浸潤麻醉和阻斷麻醉等。使用最多的是浸潤麻醉，浸潤麻醉是將藥物注于皮下、皮內(nèi)或手術(shù)野深部組織，以阻斷局部的神經(jīng)傳導(dǎo)，使痛覺消失。常用的藥物是1.0%鹽酸普魯卡因。

粘膜表面麻醉宜用2%鹽酸可卡因。

3．麻醉注意事項

⑴靜脈注射必須緩慢，同時觀察肌肉緊張性、角膜反射和對皮膚夾捏的反應(yīng)，當(dāng)這些活動明顯減弱或消失時，立即停止注射。配制的藥液濃度要適中，不可過高，以免麻醉過急；但也不能過低，以減少注入溶液的體積。

⑵麻醉時需注意保溫。麻醉期間，動物的體溫調(diào)節(jié)機能往往受到抑制，出現(xiàn)體溫下降，可影響實驗的準(zhǔn)確性。此時常需采取保溫措施。保溫的方法有，實驗桌內(nèi)裝燈，電褥，臺燈照射等。無論用哪種方法加溫都應(yīng)根據(jù)動物的肛門體溫而定。⑶麻醉劑使用過量可引起中毒，應(yīng)特別注意麻醉劑的劑量和給藥途徑。應(yīng)準(zhǔn)確按體重計算麻醉劑量，由于動物存在個體差異，文獻(xiàn)介紹的劑量僅作參考。

⑷萬一麻醉過量，應(yīng)根據(jù)不同情況，積極采取措施，如施行人工呼吸、給予蘇醒劑、或注射強心劑、咖啡因、腎上腺素、可拉明等，也可靜脈注射5%溫?zé)崞咸烟侨芤?。?xí)題1、敘述兔的幾種抓取固定方法；2、敘述實驗動物被毛的去除方法；3、敘述常用的幾種靜脈注射方法；4、敘述全身麻醉的方法和注意事項。六、實驗動物體液的采集方法

（一）實驗動物血液采集方法

實驗研究中，經(jīng)常要采集實驗動物的血液進(jìn)行常規(guī)檢查或某些生物化學(xué)分析。實驗動物的采血方法較多，按采血部位不同常用的有尾尖采血、耳部采血、眼部采血、心臟采血、大血管采血等。 采血時要注意：

⑴采血場所有充足的光線。室溫夏季最好保持在25-28℃，冬季15-20℃為宜；

⑵采血用具和采血部位一般需要進(jìn)行消毒；⑶采血用的注射器和試管必須保持清潔干燥；

⑷若需抗凝全血，在注射器或試管內(nèi)需預(yù)先加入抗凝劑。

現(xiàn)將采用血方法按動物和部位分別加以介紹。1.尾尖采血：

主要用于小鼠、大鼠采血，需血量很少時。

(1)割(剪）尾采血：

固定動物并露出鼠尾。將尾部毛剪去后消毒，然后浸在45℃左右的溫水中數(shù)分鐘，使尾部血管充盈。再將尾擦干，剪去尾尖0.3-0.5cm，讓血液自由滴入盛器或用血紅蛋白吸管吸取，采血結(jié)束，傷口消毒并壓迫止血。也可在尾部作一橫切口，割破尾動脈或靜脈，收集血液的方法同上。每鼠一般可采血10余次以上。小鼠每次可取血0.1ml，大鼠0.3～0.5ml。(2)鼠尾刺血法

大鼠用血量不多時（僅做白細(xì)胞計數(shù)或血紅蛋白檢查），可采用本法。先將鼠尾用溫水擦拭，再用酒精消毒和擦拭，使鼠尾充血。用7號或8號注射針頭，刺入鼠尾靜脈，拔出針頭時即有血滴出。如果長期反復(fù)取血，應(yīng)先靠近鼠尾末端穿刺，以后再逐漸向近心端穿刺。

2.眼部采血：

用于小鼠、大鼠的采血。

(1)眼眶后靜脈叢采血：采血者的左手拇食兩指從背部較緊地握住小鼠或大鼠的頸部（應(yīng)防止動物窒息）。當(dāng)取血時左手拇指及食指輕輕壓迫動物的頸部兩側(cè)，使眶后靜脈叢充血。右手持續(xù)接7號針頭的1ml注射器或長頸（3～4cm）硬質(zhì)玻璃滴管（毛細(xì)管內(nèi)徑0.5-1.0mm），使采血器與鼠面成45°的夾角，由眼內(nèi)角刺入，針頭斜面先向眼球，刺入后再轉(zhuǎn)180度使斜面對著眼眶后界。刺入深度，小鼠約2～3mm，大鼠約4～5mm。 當(dāng)感到有阻力時即停止推進(jìn)，同時，將針退出約0.1-0.5mm，邊退邊抽。若穿刺適當(dāng)血液能自然流入毛細(xì)管中，當(dāng)?shù)玫剿璧难亢?，即除去加于頸部的壓力，同時，將采血器拔出，以防止術(shù)后穿刺孔出血。

若技術(shù)熟練，用本法短期內(nèi)可重復(fù)采血均無多大困難。左右兩眼輪換更好。體重20-25g的小鼠每次可采血0.2-0.3ml；體重200-300g大鼠每次可采血0.5-1.0ml，可適用于某些生物化學(xué)項目的檢驗。(2)摘眼球法取血：多用于小鼠，所采血液為眶動脈和眶靜脈的混合血。操作時用左手抓住動物頸部皮膚，輕輕壓在實驗臺上使眼球突出充血，以彎頭眼科鑷迅速夾去眼球，并將鼠倒置，頭向下，眼眶內(nèi)很快流出血液。此法用于需血量較多的實驗。但可導(dǎo)致動物死亡，只能一次采血。3.耳部采血：

(1)耳緣靜脈采血

本法為家兔最常用的取血法之一，常作多次反復(fù)取血用。

將兔放入僅露出頭部及兩耳的固定盒中，或由助手以手扶住。選耳靜脈清晰的耳朵，將耳靜脈部位的毛拔去，消毒，待干。用手指輕輕摩擦兔耳，使靜脈擴張，用連有5（1/2）號針頭的注射器在耳緣靜脈末端刺破血管待血液漏出取血或?qū)⑨橆^逆血流方向刺入耳緣靜脈取血，取血完畢用棉球壓迫止血，此種采血法一次最多可采血5-10ml。(2)耳中央動脈采血

將兔置于兔固定盒內(nèi)，在兔耳的中央有一條較粗、顏色較鮮紅的中央動脈，用左手固定兔耳，右手取注射器，在中央動脈的末端，沿著動脈平行地向心方向刺入動脈，即可見動脈血進(jìn)入針筒，取血完畢后注意止血。此法一次抽血可達(dá)15ml。 由于兔耳中央動脈容易發(fā)生痙攣性收縮，因此抽血前，必須先讓兔耳充分充血，當(dāng)動脈擴張，未發(fā)生痙攣性收縮之前立即進(jìn)行抽血。取血用的針頭一般用6號針頭，不要太細(xì)。針刺部位從中央動脈末端開始。不要在近耳根部取血，因耳根部軟組織厚，血管位置略深，易刺透血管造成皮下出血。

豚鼠也可采用耳緣動脈采血。4.心臟采血：

心臟采血是用注射針頭刺入心腔的一種采血方法，多用于兔、犬等中型動物。小動物因心臟博動很快、心腔小、位置較難固定，較少使用，但可作開胸腔一次性采血。(1)大、小鼠心臟采血：

將動物仰臥固定，穿刺部位剪毛消毒，在第3-4肋間胸骨左緣3毫米（博動最強）處，用帶有5號針頭的注射器垂直刺入心臟，血液隨即進(jìn)入針管。注意事項有：①動作宜迅速，以縮短在心臟內(nèi)的留針時間和防止血液凝固；②如針頭已進(jìn)入心臟但抽不出血時，應(yīng)將針頭稍微后退一點。③在胸腔內(nèi)針頭不應(yīng)左右擺動以防止傷及心，肺。若做開胸一次死亡采血，先將動物作深麻醉，打開胸腔，暴露心臟，用針頭刺入右心室，吸取血液。(2)豚鼠心臟采血：

將動物仰臥固定，穿刺部位剪毛消毒，通常在胸骨左緣，選心臟搏動最強部位作穿刺。針頭宜稍細(xì)長些，以免發(fā)生手術(shù)后穿刺孔出血，其操作手法同鼠心臟采血。因豚鼠身體較小，一般可不必將動物固定在解剖臺上，而可由助手握住前后肢進(jìn)行采血即可。成年豚鼠每周采血應(yīng)不超過10ml為宜。(3)兔心臟取血：

將家兔仰臥固定，在第三肋間胸骨左緣3毫米處注射針垂直刺入心臟，血液隨即進(jìn)入針管。方法和注意事項與大鼠類似。一次可取血20-25ml。5.大血管采血：

(1)較小動物的頸動脈、頸靜脈、股動脈、股靜脈或腹主動脈等采血。

先將動物麻醉仰位固定，手術(shù)切開皮膚，分離組織，暴露動、靜脈，用注射器逆血流方向刺入，吸出血液。如果動物血管太細(xì)，無法穿刺，可剪斷血管直接用注射器或吸管吸取。

(2)中型動物的大血管采血：

如犬后肢小隱靜脈、前肢皮下頭靜脈、頸靜脈和股動脈；猴后肢皮下靜脈及外頸靜脈；羊的頸靜脈；貓后肢外側(cè)小隱靜脈和前肢內(nèi)側(cè)下頭靜脈；兔外頸靜脈和后肢脛部皮下靜脈采血。

可采用非開放性血管采血法。其操作步驟與靜脈注射相似。6.雞、鴿、鴨的采血方法

雞和鴿常采用的取血方法，是從其翼根靜脈取血。如需抽取血時，可將動脈翅膀展開，露出腋窩，將羽毛拔去，即可見到明顯的翼根靜脈，此靜脈是由翼根進(jìn)入腋窩的一條較粗靜脈。消毒皮膚，抽血時用左手拇指、食指壓迫此靜脈向心端，血管即怒張。右手取連有5（1/2）號針頭的注射器，針頭由翼根向翅膀方向沿靜脈平行刺入血管內(nèi)，即可抽血。 一般一只成年動物可抽取10-20ml血液。也常采用右側(cè)頸靜脈取血。右側(cè)頸靜脈較左側(cè)粗，故用右側(cè)頸靜脈。以食指和中指按住頭的一側(cè)，用酒精棉球消毒右側(cè)頸靜脈的部位。以拇指輕壓頸根部以使靜脈充血。右手持注射器刺入靜脈取血。常采用取血法還有爪靜脈取血和心臟取血。7.其它采血方法

(1)大、小鼠斷頭取血：

采血者的左手拇指和食指以背部較緊地握住大（?。┦蟮念i部皮膚，并作動物頭朝下傾的姿勢。右手用剪刀猛剪鼠頸，約1/2-4/5的頸部前剪斷，讓血自由滴入盛器。(2)豚鼠背中足靜脈取血：

助手固定動物，將其右或左膝關(guān)節(jié)伸直提到術(shù)者面前。術(shù)者將動物腳背面用酒精消毒，找出背中足靜脈后，以左手的拇指和食指拉住豚鼠的趾端，右手拿的注射針刺入靜脈。拔針后立即出血，呈半球狀隆起。采血后，用紗布或脫脂棉壓迫止血。反復(fù)采血時，兩后肢交替使用。

(二)消化液采集1.胃液的采集:以刺激法使胃液分泌增加,再用插胃管的辦法抽取胃液。2.膽汁和胰液的采集：將動物麻醉仰臥固定，上腹部手術(shù)打開腹腔，找出膽囊（大鼠無）并分離膽囊和膽總管，再用注射器抽取膽汁。胰液的采集方法基本同膽汁的采集，分離出胰管后，插入胰液收集管采集。（三）尿液采集1.代謝籠：將動物放在特制的代謝籠內(nèi)飼養(yǎng)。動物排便時，可通過籠子底部的大小便分離漏斗，將尿液與糞便分開，收集尿液。此法適合于中小型動物。2.壓迫膀胱（強制排尿）：將動物固定，按壓骶骨兩側(cè)的腰背部或輕輕壓迫膀胱部位，使其排尿。輸尿管插管導(dǎo)尿。（四）胸腹液的采集胸水采集：動物取立位或側(cè)臥位固定，術(shù)部剪毛、消毒、局麻后，持穿刺套管針在緊靠肋骨前緣處垂直皮膚慢慢刺入。穿刺肋間肌時有一定阻力，當(dāng)阻力消失有針落空感時，表明刺入胸膜腔，即可抽取胸水。腹水采集：動物取自然站立位固定，用注射器刺入腹腔下部靠腹中線處。注意不要穿刺太深；不要過快過量抽取腹水。七、急性動物實驗中常用的手術(shù)方法

急性動物實驗中常以血壓、呼吸等為指標(biāo)，以靜脈注射、放血等為實驗方法。需要暴露氣管、頸總動脈，頸外靜脈，股動脈，股靜脈，并做相應(yīng)的插管，以及分離迷走神經(jīng)，減壓神經(jīng)及股神經(jīng)等。因此手術(shù)主要在頸部及股部進(jìn)行，現(xiàn)分述如下：

（一）兔、狗頸部手術(shù)

頸部手術(shù)的目的在于暴露氣管、頸部血管并作相應(yīng)的插管以及分離神經(jīng)等。頸部手術(shù)成敗的關(guān)鍵在于熟悉動物頸部及手術(shù)要領(lǐng)，防止損傷血管和神經(jīng)?，F(xiàn)以兔為例，說明如下：

家兔頸部血管神經(jīng)解剖位置示意圖1.家兔背位固定于兔臺上，頸部剪毛。

2.動物麻醉

：作局部浸潤麻醉或作全身麻醉。

3.氣管及頸部血管神經(jīng)分離術(shù)

⑴氣管暴露術(shù)：用手術(shù)刀作頸部正中切口（兔長約4～6cm，狗的長約10cm）；切開皮膚后，鈍性分離正中的肌群和筋膜，暴露氣管，在氣管下穿過一條粗線備用。⑵頸總動脈分離術(shù)：在頸中部位有兩層肌肉。一層與氣管平行覆于氣管上，為胸骨舌骨肌。其上又有一層肌肉呈V字形走行向左右兩側(cè)分開。為胸鎖乳突肌。

用止血鉗在兩層肌肉的交接處（即V形溝內(nèi)）將它分開。在溝底部即可見到有搏動的頸總動脈鞘。用眼科鑷子細(xì)心剝開鞘膜，分離出長約3-4cm的頸總動脈，在其下穿兩根線備用。⑶頸部迷走、交感、減壓神經(jīng)分離術(shù)：于家兔頸部，在找到頸總動脈鞘以后，將頸總動脈附近的結(jié)締組織薄膜鑷住，并輕拉向外側(cè)使薄膜張開，即可見薄膜上數(shù)條神經(jīng)，根據(jù)各條神經(jīng)的形態(tài)、位置和走向等特點來辨認(rèn)，迷走神經(jīng)最粗，外觀最白，位于頸總動脈外側(cè)，易于識別。 交感神經(jīng)比迷走神經(jīng)細(xì)，位于頸總動脈的內(nèi)側(cè)，呈淺灰色；減壓神經(jīng)細(xì)如頭發(fā)，位于迷走神經(jīng)和交感神經(jīng)之間，在家兔為一獨立的神經(jīng)，沿交感神經(jīng)外側(cè)后行走，但在人、狗此神經(jīng)并不單獨行走，而是行走于迷走、交感干或迷走神經(jīng)中。將神經(jīng)細(xì)心分離出2-3cm長即可，然后各穿細(xì)線備用。

⑷頸外靜脈暴露術(shù)

：頸外靜脈淺，位于頸部皮下。頸部正中切口后，用手指從皮膚外將一側(cè)組織頂起，在胸鎖乳突肌外緣，即可見很粗而明顯的頸外靜脈。仔細(xì)分離長約3-4cm的頸外靜脈，穿兩線備用。

4.氣管及頸部血管插管術(shù)：

⑴氣管插管術(shù)：在氣管中段，于兩軟骨環(huán)之間，剪開氣管口徑之半，在向頭端作一小縱切口呈倒“T”形。用鑷子夾住T形切口的一角，將適當(dāng)口徑的氣管套管由切口向心端插入氣管腔內(nèi)，用粗線扎緊，再將結(jié)扎線固定于“Y”形氣管插管分叉處，以防氣管套管脫出。

⑵頸總動脈插管術(shù)：頸總動脈主要用于測量頸動脈壓。為此，在插管前需使動物肝素化，并將口徑適宜的充滿抗凝生理鹽水的動脈套管（也可用塑料管）準(zhǔn)備好，將頸總動脈遠(yuǎn)心端結(jié)扎，近心端用動脈夾夾閉。插管時以左手拇指及中指拉住離心端結(jié)扎線頭，食指從血管背后輕扶血管。 右手持銳利的眼科剪，使與血管呈45度角，在緊靠離心端結(jié)扎線處向心一剪，剪開動脈壁之周徑1/3左右（若重復(fù)數(shù)剪易造成切緣不齊，當(dāng)插管時易造成動脈內(nèi)膜內(nèi)卷或插入層間而失?。?，然后持動脈套管，以其尖端斜面與動脈平行地向心方向插入動脈內(nèi)，用細(xì)線扎緊并在套管分叉處打結(jié)固定。最后將動脈套管作適當(dāng)固定，以保證測壓時血液進(jìn)出套管之通暢。

⑶頸外靜脈插管術(shù)：頸外靜脈可用于注射、輸液和中心靜脈壓之測量。血管套管插入方法簡介：

在插管前先將兔肝素化，并將導(dǎo)管充盈含肝素之生理鹽水。在導(dǎo)管上作一長5-8cm的記號，導(dǎo)管準(zhǔn)備好后，先將靜脈遠(yuǎn)心端結(jié)扎，靠近結(jié)扎點作一剪口，將導(dǎo)管插入剪口，輕柔地向心端緩慢插入，遇有阻抗即退回改變角度重插，切不可硬插（易插破靜脈進(jìn)入胸腔）一般達(dá)導(dǎo)管上記號為止。（二）兔、狗股部手術(shù)

股部手術(shù)目的在于分離股神經(jīng)、股動、靜脈及進(jìn)行股動、靜脈插管，以備放血、輸血輸液、注射藥物等用。

狗、兔等動物手術(shù)方法基本相同。現(xiàn)以兔為例其基本步驟如下：

股部神經(jīng)、血管解剖特點1.動物背位固定于兔臺上，腹股溝部剪毛。

2.用手指觸摸股動脈搏動，辨明動脈走向，在該處作局部麻醉并作方向一致長約4-5cm的切口。用止血鉗小心分離肌肉及深部筋膜，便清楚地暴露出股三角區(qū)。股動脈及神經(jīng)即由此三角區(qū)通過。股神經(jīng)位于外側(cè)，股靜脈位于內(nèi)側(cè)，肌動脈位于中間偏后。

3.用止血鉗細(xì)心將股神經(jīng)首先分出，然后分離股動、靜脈間的結(jié)締組織，清楚地暴露股靜脈，穿兩根細(xì)線備用。再仔細(xì)分離股動脈，切勿傷及股動脈分支。動脈下方穿兩根細(xì)線備用。

4.在動物行肝素化后作股動、靜脈插管。狗的血管粗大，插管較易。家兔血管細(xì)，插管較難；因此要細(xì)致耐心和掌握要領(lǐng)。

（1）股動脈插管術(shù)：于股動脈近心端用動脈夾夾住，遠(yuǎn)心端用細(xì)線結(jié)扎，牽引此線在貼近遠(yuǎn)心端結(jié)扎處剪開血管向心插入動脈套管，結(jié)扎固定后備放血或注射用。

（2）股靜脈插管術(shù)：股靜脈插管術(shù)，除不需用動脈夾外，基本與股動脈插管相同。但因靜脈于遠(yuǎn)心端結(jié)扎后靜脈塌陷呈細(xì)線狀，較難插管，因此可試用靜脈充盈插管法。即：在股靜脈近心端用血管夾夾?。ㄒ部捎镁€提起），活動肢體使股靜脈充盈，股靜脈遠(yuǎn)心端結(jié)扎線打一活扣，待手術(shù)者剪口插入套管后，再結(jié)扎緊。

八、實驗動物的處死方法

（一）蛙類

常用金屬探針插入枕骨大孔，破壞腦脊椎的方法處死。將蛙用溫布包住，露出頭部，左手執(zhí)蛙，并且用食指按壓其頭部前端，拇指按壓背部，使頭前俯；右手持金屬探針由頭前端沿線向尾方刺觸，觸及凹陷處即枕骨大孔所在。將探針由凹陷處垂直刺入，刺破皮膚即入枕骨大孔。這時將探針尖端轉(zhuǎn)向頭方，向前探入顱腔，然后向各方攪動，以搗毀腦組織。（二）大鼠和小鼠

1.脊椎脫臼法

右手抓住鼠用力向后拉，同時左手拇指與食指用力向下按住鼠頭，將脊髓與腦髓拉斷，鼠便立即死亡。

2.斷頭法

實驗者戴上棉綠紗手套，用右手握住大鼠頭部，左手握住背部，露出頸部，助手用剪刀在鼠頸部將鼠頭剪掉。小鼠處死法相同。

3.擊打法

右手抓住鼠尾，提起，用力摔擊其頭部，鼠痙攣后立即死亡。用小木錘用力擊打鼠頭部也可致死。

4.急性大失血法

可采用鼠眼眶動脈和靜脈急性大量失血方法使鼠立即死亡。

5.化學(xué)致死法

吸入二氧化碳，大、小鼠在高二氧化碳濃度的環(huán)境中即可致死。（三）狗、貓、兔、豚鼠

1.空氣栓塞法

向動物靜脈內(nèi)注入一定量的空氣，使之發(fā)生栓塞而死。當(dāng)空氣注入靜脈后，可與血液相混成泡沫狀，隨血液循環(huán)到全身。如進(jìn)入肺動脈，可梗阻其分支，進(jìn)入心臟冠狀動脈，造成冠狀動脈阻塞，發(fā)生嚴(yán)重的血液循環(huán)障礙，動物很快致死。一般兔、貓等靜脈內(nèi)注入20-40ml空氣即可致死。狗由靜脈注入80～150ml空氣，可很快致死。2.急性失血法

先使動物輕度麻醉，暴露股三角區(qū)，用利刀在股三角區(qū)作一個約10cm的橫切口，把股動、靜脈全切斷，立即噴出血液。用一塊濕紗布不斷擦去股動脈切周圍處的血液和血凝塊，同時不斷的用自來水沖洗流血，使股動脈切口處保持暢通，動物3～5分鐘內(nèi)即可致死。采用此種方法，動物十分安靜，對臟器無損傷，對活殺采集病理切片標(biāo)本是一種較好的方法。3.破壞延腦法

如果急性實驗后，腦已暴露，可用器具將延髓破壞，導(dǎo)致動物死亡。對家兔也可用木錘用力錘擊其后腦部，損壞延腦，造成死亡。

4.開放性氣胸法

將動物開胸，造成開放性氣胸。這時胸膜腔的壓力與大氣壓力相等，肺臟因受大氣壓縮發(fā)生肺萎陷，縱膈擺動，動物窒息而死。

5.化學(xué)藥物致死法

靜脈內(nèi)注入一定量的氯化鉀溶液，使動物心肌失去收縮能力，心臟急性擴張，致心臟馳緩性停跳而死亡。每條成年兔由兔耳緣靜脈注入10％氯化鉀溶液5～10ml；每條成年狗由狗前肢或后肢下靜脈注入20～30ml，即可致死。

九、實驗動物編號標(biāo)記方法

動物在實驗前常常需要作適當(dāng)?shù)姆纸M，那么就要將其標(biāo)記使各組加以區(qū)別。標(biāo)記的方法很多，良好的標(biāo)記方法應(yīng)滿足標(biāo)號清晰、耐久、簡便、適用的要求。

常用的標(biāo)記法有染色、耳緣剪孔、烙印、號牌等方法。

（一）顏料涂染

這種標(biāo)記方法在實驗室最常使用，也很方便。使用的顏料一般有3-5%苦味酸溶液（黃），2%硝酸銀溶液（咖啡色）和0.5%中性品紅（紅色）溶液等。根據(jù)被毛顏色不同選擇使用。標(biāo)記時用