醫(yī)學簡明實驗動物學(二)

醫(yī)學簡明實驗動物學(二)第一頁，共128頁。第一章人類疾病的動物模型第一節(jié)人類疾病動物模型的概念、意義及分類一、人類疾病動物模型的概念人類疾病的動物模型（animalmodelofhumandisease）是指各種醫(yī)學科學研究中建立的具有人類疾病模擬表現(xiàn)的動物實驗對象和相關材料。動物模型主要用于實驗生理、實驗病理和實驗治療學（包括新藥篩選）研究。人類疾病的發(fā)展十分復雜，以人本身作為實驗對象來深入探討疾病發(fā)生機制，推動醫(yī)藥學的發(fā)展來之緩慢，臨床積累的經驗不僅在時間和空間都存在局限性，而且許多實驗在道義上和方法上也受到限制。而借助動物模型的研究，可以有意識的地改變那些在自然條件下不可能或不易排除的因素，以便更準確地觀察模型的實驗結果并與人類進行比較研究，有助于更方便，更有效地揭示人類疾病的發(fā)生發(fā)展規(guī)律，研究防治措施。第二頁，共128頁。二、人類疾病動物模型在生物醫(yī)學研究中的意義1、可復制臨床上一些不常見的疾病2、可按需要選擇動模型作為人類疾病的“復制品”，可按研究者的需要隨時采集各種樣品或分批處死動物收集標本，以了解疾病的全過程，這是臨床難以辦到的。3、可比性一般疾病多為零散發(fā)生，在同一時期內，很難獲得一定數(shù)量的定性材料，而動物模型不僅在群體數(shù)量上容易得到滿足，而且可以在方法學上嚴格控制實驗條件，從而提高實驗結果的可比性和重復性，使所得的實驗結果更準確更深入。第三頁，共128頁。4、有助于全面認識疾病的本質在臨床上研究疾病的本質難免帶有一定的局限性。許多病原體除人以外也能引起多種動物的感染，其癥狀體征表現(xiàn)可能不完全相同。但是通過對人畜共患病的比較，則可以充分認識同一病原體給不同的機體帶來的各種危害，使研究工作上升到立體的水平來揭示某種疾病的本質。第四頁，共128頁。三、好的人類疾病動物模型應具有的特點1、再現(xiàn)性好：應能再現(xiàn)所要研究的人類疾病，動物疾病的表現(xiàn)應與人類疾病相似；2、動物背景資料完整，生命周期滿足實驗要求，復制率高；3、專一性好：即一種方法只能復制出一種模型。第五頁，共128頁。四、人類疾病動物模型的分類1、自發(fā)性動物模型（naturallyoccurringorspontaneousanimalmodels）是取自動物自然發(fā)生的疾病，或由于基因突變的異常表現(xiàn)通過定向培育而保留下來的疾病模型。如大鼠的結腸癌、肝細胞癌模型，家犬的基底細胞癌、間質細胞癌模型等十余種。突變系的遺傳性疾病很多，可分為代謝性疾病、分子性疾病、特種蛋白質合成異常疾病等。2、誘發(fā)性動物模型（experimentalartificialorinducedanimalmodels）是通過物理、生物、化學等致病因素的作用，人為誘發(fā)出的具有類似人類疾病特征的動物模型。誘發(fā)動物模型制作方法簡便，實驗條件容易控制，重復性好，在短時間內可誘發(fā)出大量疾病模型，廣泛用于藥物篩選、毒理、傳染病、腫瘤、病理機制的研究。但由于是通過人為限定方式產生的，多數(shù)情況下與臨床所見自然發(fā)生的疾病有一定的差異，況且許多人類疾病目前還不能用人工誘發(fā)的方法復制，因而又具有一定的局限性。第六頁，共128頁。第二節(jié)常見自發(fā)性人類疾病的動物模型1、神經系統(tǒng)疾病人類疾病動物模型品種品系神經纖維瘤多發(fā)性神經鞘瘤雙色魚的多發(fā)神經鞘瘤加勒比海珊瑚礁的雙色魚運動神經元疾病犬遺傳性脊肌萎縮癥BricttangSpaniels純種犬格林-巴利綜合癥獵犬麻痹癥獵犬特發(fā)性多神經炎Coonhounds獵犬先天性腦積水大鼠先天性腦積水小鼠腦積水Wistar大鼠BN和C57BL/6J小鼠癲癇特發(fā)性癲癇狗、狒狒、沙土鼠、兔局灶性癲癇帶隱性突變基因tg小鼠第七頁，共128頁。2、循環(huán)系統(tǒng)疾病人類疾病動物模型品種品系高血壓、肥胖、第4型高脂血癥血管病變肥胖的高血壓大鼠SHR、SHRSP、SHM和MHS大鼠小鼠高血壓BALB/cJ，SWR/J小鼠伴心內膜彈力纖維增生的心肌病火雞圓心病火雞心肌衰竭敘利亞地鼠地鼠BIO14.6BIO40.54BIO82.62第八頁，共128頁。3、呼吸系統(tǒng)疾病人類疾病動物模型品種品系支氣管肺癌地鼠自發(fā)性肺癌金黃地鼠細支氣管肺泡細胞癌羊肺癌羊第九頁，共128頁。4、消化系統(tǒng)疾病人類疾病動物模型品種品系食管失遲緩癥犬與貓遺傳性食管失遲緩癥犬、貓胃類癌與胃腺癌非洲多乳頭鼠胃類癌與胃腺癌非洲多乳頭鼠十二指腸潰瘍小鼠自發(fā)性慢性十二指腸潰瘍NIB小鼠慢性胰腺炎慢性胰腺炎中年以上肥胖的犬、貓第十頁，共128頁。5、泌尿系統(tǒng)疾病人類疾病動物模型品種品系遺傳性腎炎犬的遺傳性腎炎Samoyed犬輸尿管及膀胱癌大鼠自發(fā)性泌尿道腫瘤挪威棕色大鼠BN/BiRij腎積水、腎髓質不全、腎動脈性高血壓大鼠遺傳性腎積水大鼠RRC/H先天多性囊腎小鼠先天多囊腎小鼠C57BL/6J-Cpk第十一頁，共128頁。6、血液與造血系統(tǒng)疾病人類疾病動物模型品種品系遺傳性低血素貧血小鼠性連鎖遺傳性貧血病帶突變基因sta小鼠小鼠性遺傳性小細胞貧血帶突變基因mk小鼠Belgrade大鼠貧血帶突變基因b大鼠α-地中海貧血小鼠α-地中海貧血小鼠27HB，325HB和Hbath-j血卟啉病貓的血卟啉病卟啉代謝缺陷貓周期性中性粒細胞減少犬的周期性中性粒細胞減少犬Tr淋巴細胞瘤大鼠大顆粒細胞白血病F344大鼠先天性紅細胞生成卟啉病狐松鼠常見卟啉病狐松鼠第十二頁，共128頁。7、新陳代謝疾病人類疾病動物模型品種品系先天性高膽紅素血癥；Dubin-Johnson綜合癥Dubin-Johnson綜合癥Corriedale綿羊聚氯聯(lián)苯的高敏感癥遺傳性高膽紅素血癥Gunn大鼠兒童甘露糖苷沉積癥牛甘露糖沉積癥（假性脂質代謝?。〢ngus牛GM2神經節(jié)苷脂沉積癥GM2神經節(jié)苷脂沉積癥犬組氨酸血癥和母系組氨酸血癥小鼠組氨酸血癥和母系組氨酸血癥源于秘魯?shù)男∈蟮谑?，?28頁。8、內分泌系統(tǒng)疾病人類疾病動物模型品種品系遺傳性下丘腦尿崩癥大鼠遺傳性下丘腦尿崩癥DI大鼠Brattleboro純和子糖尿病南非多乳頭鼠自發(fā)性糖尿病南非多乳頭鼠大鼠自發(fā)性糖尿病BBWistar大鼠犬遺傳性早發(fā)性需胰島素性糖尿病Keeshond犬兔自發(fā)性糖尿病6-12月齡雌性新西蘭白兔小鼠糖尿病C57BL/KSJ和KK系小鼠中國地鼠糖尿?。ǚ欠逝中吞悄虿。┲袊厥蟮谑捻摚?28頁。第三節(jié)誘發(fā)性動物模型的復制方法簡介1、神經系統(tǒng)疾病人類疾病動物模型動物與復制中風結扎大腦中動脈的大鼠中風模型7-20周齡SD雄性大鼠結扎大腦中動脈神經系統(tǒng)腫瘤大鼠N-亞硝基脲誘發(fā)神經系統(tǒng)腫瘤大鼠注射或口服雙酰-烷亞硝胺、甲基或已基亞硝基脲多發(fā)性硬化癥小鼠腦脊髓炎病毒感染小鼠感染腦脊髓炎病毒先天性交通性腦積水維生素A缺乏引起的兔腦積水6-8月齡雌性荷蘭兔飼以限制VA的飲食巨細胞病毒感染腦鈣化小鼠巨細胞病毒感染腦鈣化哺乳小鼠腦內接種巨細胞病毒癲癇家兔癲癇模型大鼠癲癇模型兔肌注馬桑內酯噪音刺激大鼠腦水腫大鼠腦水腫模型頸動脈內注入傷寒類病毒，或用流感病毒、藍舌病病毒誘發(fā)第十五頁，共128頁。2、循環(huán)系統(tǒng)疾病人類疾病動物模型動物與復制細菌性心內膜炎負鼠（Opossums）的細菌性心內膜炎負鼠一次性注射鏈球菌血栓栓塞和心肌梗塞大鼠的血栓栓塞和心肌梗塞SD/Wistar青年鼠高脂飲食引起完全性房室傳導阻滯犬完全性房室傳導阻滯狗注射甲醛至房室動脈粥樣硬化兔、大鼠、犬、雞、鴿、猴的動脈粥樣硬化模型高脂肪、高膽固醇飼喂法

高血壓大鼠、狗、貓和猴高血壓模型1.噪音刺激2.手術狹窄腎動脈3.腎外異物包扎心肌梗塞兔、犬心肌缺血心肌梗塞模型1.電刺激兔下丘腦背內側核2.手術阻斷兔、犬的冠脈系統(tǒng)3.皮下注射異丙基腎上腺素第十六頁，共128頁。3、呼吸系統(tǒng)疾病人類疾病動物模型動物與復制慢性支氣管肺炎、肺氣腫兔、犬、大鼠慢性支氣管肺炎和肺氣腫模型1.甲醛、二氧化硫煙草反復熏蒸2.流感病毒、流感桿菌滴鼻3.木瓜蛋白酶，胰蛋白酶，蛋白溶解酶注入氣管哮喘豚鼠哮喘模型1：3雞蛋白、弗氏完全佐劑物化矽肺大鼠矽肺氣管內注入石英粉，SPF大鼠吸入二氧化硅病毒誘發(fā)的細菌性肺炎小鼠的呼腸弧病毒病口鼻途徑給小鼠呼腸弧病毒-3慢性支氣管炎豬地方性肺炎豬感染支原體引起低氧性肺高壓肺心病實驗性大鼠慢性低氧肥高壓飼養(yǎng)在低氧環(huán)境中的大鼠第十七頁，共128頁。4、消化系統(tǒng)疾病人類疾病動物模型動物與復制病毒性肝炎黑猩猩和絨猴人甲型肝炎人甲型肝炎病毒口服或靜脈注射感染黑猩猩和絨猴黑猩猩人乙型肝炎人乙型肝炎病毒人工感染給黑猩猩土撥鼠、北京鴨、地松鼠乙肝模型人工或自然感染與人乙型肝炎病毒類似的病毒胰腺炎小鼠胰腺炎年輕雌性小鼠口服乙硫氨酸或造成膽堿缺乏消化道潰瘍小鼠、大鼠胃腸道潰瘍模型投服利血平、血清緊張素、阿司匹林等藥物急性非細菌性腸炎犬感染冠狀病毒引起的急性胃腸炎幼犬口服感染冠狀病毒I-71十二指腸潰瘍病誘發(fā)大鼠急性和慢性十二指腸潰瘍病大鼠注射丙腈或羥基乙胺食管癌甲基-烷基-亞硝胺誘發(fā)大鼠食管癌

大鼠皮下注射甲基-烷基-亞硝胺第十八頁，共128頁。5、泌尿系統(tǒng)疾病人類疾病動物模型動物與復制腎小管癌化學誘導的大鼠腎小管癌近交系F344幼年雄性大鼠飼喂0.04%N-（4’氟基-4-聯(lián)苯基）乙酰胺膀胱癌用FANFT誘導的大鼠膀胱癌用N-[4（5-硝基-2-呋喃基）-2-噻唑基]甲酰胺誘導Fischer大鼠鳥糞石尿路結石犬鳥糞石尿路結石犬尿路感染葡萄球菌第十九頁，共128頁。6、血液與造血系統(tǒng)疾病人類疾病動物模型動物與復制食物中毒性白細胞缺乏癥貓T-α毒素中毒給貓口服半萜T-α毒素白血病性淋巴瘤貓的白血病毒病貓感染貓淋巴白血病毒病與維生素E缺乏有關的早產兒溶血性貧血與維生素E缺乏的溶血性貧血卷尾猴飼以多種不飽和脂肪酸誘發(fā)第二十頁，共128頁。7、新陳代謝疾病人類疾病動物模型動物與復制甘露糖沉積癥氫吲哚三醇誘發(fā)的動物甘露糖沉積癥鼠飲服八氫吲哚三醇水粘多糖病大鼠蘇拉明誘發(fā)貯積病大鼠靜注蘇拉明糖尿病大鼠、兔、犬糖尿病1.手術摘除胰腺2.靜脈注射四氧嘧啶第二十一頁，共128頁。8、寄生蟲人類疾病動物模型動物與復制瘧疾小鼠瘧疾模型伯氏瘧原蟲及約氏瘧原蟲血傳配子體接種小鼠腹腔恒河猴瘧疾模型諾氏瘧原蟲感染恒河猴日本血吸蟲病小鼠、大鼠、豚鼠、兔、貓、犬的日本血吸蟲病模型尾蚴皮膚接種絲蟲病長爪沙鼠周期型馬來絲蟲人工感染馬來絲蟲地鼠、家貓、猴等同期型斑氏絲蟲人工感染斑氏絲蟲第二十二頁，共128頁。

第一節(jié)緒論一、動物實驗(AnimalExperiment)：是指人為地改變環(huán)境，觀察并記錄動物演出型的變化，以探討生命科學中的疑難問題，是現(xiàn)代醫(yī)學常用方法，是進行教學、科研、醫(yī)療、農業(yè)等工作必不可少的重要手段和工具。二、內容：動物實驗的設計與準備、動物實驗基本操作技術、動物實驗后的管理技術以及應該注意的影響動物實驗效果的因素等。第二章動物實驗技術第二十三頁，共128頁。

三、分類：

1.按機體水平：整體實驗和離體實驗。具體分為亞細胞、細胞、組織、器官、整體動物和無損傷動物等水平的實驗。2.時間：急性實驗（2天以內）、亞急性實驗（1~4周）、慢性實驗（2~6個月或更長時間甚至整個生命期）四、方法：生理學、病理生理學、藥理學、病理解剖學、組織學、微生物學、免疫學的動物實驗方法等等。第二十四頁，共128頁。第二節(jié)動物實驗前的準備

一、實驗動物的隨機分組方法（一）實驗單位隨機分成兩組分組情況動物編號1234567891011121314隨機數(shù)目1622779439495443548217379323歸組BBABAABABBAAAAA組3568111314B組124712910第二十五頁，共128頁。（二）實驗單位隨機分為三組分組情況動物號碼123456789101112131415隨機數(shù)字186240191240839534194491690330余數(shù)321131221121333歸組CBAACABBAABACCCA組346910B組2781112C組15131415第二十六頁，共128頁。

二、實驗動物的編號與標記（一）染色法：用化學試劑或藥品在實驗動物體表的不同部位進行涂染，并用不同顏色區(qū)別各組動物。編號原則是先左后,從上到下。有時用兩種顏色一個代表十位、一個代表個位。常用的染色劑有3%~5%的苦味酸（黃色）、2%的硝酸銀溶液（咖啡色）、0.5%的中性品紅溶液（紅色）和煤焦油酒精溶液（黑色）。第二十七頁，共128頁。第二十八頁，共128頁。

（二）耳緣剪孔法：是在動物的耳邊緣剪出不同的缺口或打成不同的小孔進行標記的方法。為防止孔、口愈合，一般在打孔后用消毒的滑石粉涂抹在孔、口局部。由打孔或剪切的位置和孔數(shù)代表編號，一般在耳內按上、中、下打孔，分別代表1、2、3，在相應位置剪缺口代表4、5、6，剪兩個缺口代表7、8、9，無孔或缺口為10。本法規(guī)定右耳代表個位數(shù)、左耳代表十位數(shù)。（三）烙印法：用烙印鉗將號碼烙印在犬等大中型動物無體毛或明顯部位。大、小鼠等小動物可用刺針在動物耳上刺號，然后用棉簽蘸著溶在酒精中的黑墨在針刺處涂抹。烙印前,最好對烙印的部位預先用酒精消毒，操作時要注意防止感染。第二十九頁，共128頁。第三十頁，共128頁。（四）號牌法：用特制的金屬號牌固定在實驗動物的耳上，大動物可系于頸項部，固定號牌時要注意避開血管。（五）籠子編號法：不在動物身體上作標記而把裝動物的籠子進行編號，也叫替代法。第三十一頁，共128頁。第三節(jié)動物實驗的基本操作一、實驗動物的抓取與固定二、實驗動物被毛去除法三、實驗動物的麻醉四、實驗動物給藥途徑與方法五、實驗動物采血和采液方法第三十二頁，共128頁。

一實驗動物的抓取與固定（一）、小鼠的抓取與固定1、抓取方法：用右手拇指和食指捏住尾部中段提起，如果只想移動小鼠，可用兩手把它捧起來移動。2、手固定法：將右手捏起的小鼠放在籠蓋上，用右手捏其尾部中段，在小鼠向前爬的一瞬間，用左手的拇指和食指捏住頸背部皮膚，再翻轉左手，將小鼠置于左手掌心中，右手拉住小鼠尾部，再用左手小指和無名指壓住小鼠尾根部使小鼠整個身體呈一條直線。固定時注意，過分用力會使小鼠頸椎脫臼，若用力過輕頭部能反轉過來咬傷實驗者的手。這種固定方法是灌胃給藥和腹腔注射給藥常用的方法。第三十三頁，共128頁。第三十四頁，共128頁。第三十五頁，共128頁。第三十六頁，共128頁。3、手術固定法：用乙醚等麻醉藥品麻醉后，用長20~30cm的線繩分別系在四肢上，再把系在四肢的線繩分別系在固定板四角的釘子上，并且在頭部上顎切齒的地方牽一根線繩達到完全固定。4、在尾靜脈給藥時，先根據小鼠的大小選擇合適的固定器，打開鼠筒蓋，把小鼠放在里面，只露出尾巴；或者用倒放的燒杯將鼠扣住，尾巴自燒杯凹口處露出，并壓住，即可進行操作。第三十七頁，共128頁。第三十八頁，共128頁。（二）、大鼠的抓取與固定1、抓取方法：4~5周齡以內的大鼠同小鼠；周齡較大的大鼠其尾部皮膚容易被剝脫，所以用左手從背部中央到胸部捏起來抓住。抓取時最好帶防護手套，但手套不宜過厚。2、手固定法：抓取大鼠的方法類似小鼠，即用左手的拇指、食指和中指抓住頸背部皮膚，小指和無名指挾住尾部牢牢固定；或左手按住抓起大鼠的時候，把食指放在頸背部，拇指及其他三指放在肋部，食指和中指挾住左前肢，分開兩前肢帶起來，右手按住后肢固定；還有一種方法，張開虎口，迅速將拇指、食指插入腹下，虎口向前，其余三指及掌心握住大鼠身體中段，并保持仰臥體位，然后調整左手拇指位置，緊抵在下頜骨上進行實驗操作。3、手術固定法：同小鼠。4、尾靜脈給藥或采血時同小鼠。第三十九頁，共128頁。第四十頁，共128頁。第四十一頁，共128頁。第四十二頁，共128頁。第四十三頁，共128頁。（三）、豚鼠的抓取與固定1、抓取方法：抓取幼小豚鼠時，用手捧起來；成熟的大豚鼠，用手大把抓起胸肋部即可。注意不能粗野，更不能抓取腰腹部，這樣容易造成肝破裂而死亡。2、手固定法：⑴將左手的食指和中指放在豚鼠頸背部兩側，拇指和無名指放在肋部，分別用手指夾住左右前肢抓起來。⑵反轉左手，用右手的拇指和食指夾住右后肢，用中指和無名指夾住左后肢是豚鼠整體伸直成一條直線。⑶一個人固定操作時，坐在椅子上，用右手拿著豚鼠的后肢夾在兩腿之間，用大腿代替右手夾住。3、手術固定法：同大、小鼠。第四十四頁，共128頁。第四十五頁，共128頁。第四十六頁，共128頁。（四）、家兔的抓取與固定1、抓取方法：用一只手大把抓住頸背部皮膚提起來，另一只手托住其臀部，讓其重心落在托其臀部的手上，運送時，可抓住頸肩部皮膚抱著兔子運送。2、手固定法：在灌胃給藥時，人坐在椅子上，用一只手抓住頸背部皮膚，另一只手抓住兩后肢放在兩腿之間，大腿夾住兔子的下半身，用空著的手抓住兩前肢固定之，抓住頸背部的手同時捏著兩只耳朵，不讓頭部轉動。第四十七頁，共128頁。第四十八頁，共128頁。第四十九頁，共128頁。3、固定器固定法：耳靜脈給藥或采血時用盒式固定法；從頸動脈采血或手術實驗時用此固定法。（1）盒式固定法：把兔子放在盒子里，只露出頭部，用轉扭擰固定器固定家兔。（2）臺式固定法：將麻醉的兔子仰臥，用紗布條依次將四肢捆綁固定于固定臺的兩側，然后把頭部放在金屬制的首枷和咀環(huán)上固定。第五十頁，共128頁。第五十一頁，共128頁。（五）、犬的抓取與固定1、抓取方法：先給犬帶上系有鐵鏈條的脖套，對于性情兇猛的犬，要用特制的鉗式長柄犬夾夾住犬頸部將犬按倒后，再系脖套和鏈條。2、手固定法：首先綁住犬嘴，方法是飼養(yǎng)員或犬主人從側面靠近并輕輕撫摸其頸部皮毛，然后迅速用布帶綁住犬嘴，布帶從下頜繞到上頜打一個結，再繞到下頜打一個結，然后將布帶繞到頭后頸，在頸后部再打一個結，最后打一個活結，對于未經馴服的犬，可用長柄犬夾夾住犬頸部按倒后強制綁嘴。3、手術臺固定法：麻醉后，松開布帶，將犬仰臥在手術臺上，先固定四肢，再固定頭部。第五十二頁，共128頁。第五十三頁，共128頁。（六）、貓的抓取與固定1、抓取方法：先輕聲呼喚，慢慢將手伸入貓籠，輕輕撫摸貓頭、頸及背部，然后一只手抓住其背部皮毛，另一只手抓其腰背部。如遇兇暴的貓不讓接觸時，可用網套抓取。2、固定方法：同兔臺式固定法。貓頭可用一根粗棉繩，一端拉住貓的兩只門齒，另一端捆綁在實驗臺的鐵柱上。第五十四頁，共128頁。（七）、蛙的抓取與固定1、抓取方法：左手將動物背部貼緊手掌固定，以中指、無名指、小指壓住其左腹側和后肢，拇指和食指分別壓住左、右前肢，右手操作。注意：不要擠壓其耳部兩側突起的毒腺，以免毒液射進眼中。2、固定方法：用探針破壞其腦脊髓或麻醉后用大頭針固定在蛙板上。第五十五頁，共128頁。（八）、雞的抓取與固定1、抓取方法：一只手從雞的前方，另一只手繞到雞的背后悄悄接近，兩只手迅速將雞抓住。2、手固定法：把雞朝向持者方向，以右手的食指與中指夾住雞的兩腳，以左手掌緊握從腹部到翼部的位置。3、手術臺固定法：用毛巾將動物裹住固定，放在實驗臺上。第五十六頁，共128頁。（九）、羊的抓取與固定1、抓取方法：通常只需在羊脖子上帶上項圈，用繩牽著，便可抓取。2、固定方法：將羊蹄捆綁，使其側臥在地，以手固定其頭部防止掙扎翻滾；也可以采用特制的羊固定架固定。此種方法常應用于采血。第五十七頁，共128頁。（十）、豬的抓取與固定1、抓取方法：小豬常采用雙手提起后肢，兩膝夾住豬背倒立固定；成豬可采用站立固定。2、固定方法：可將豬仰放在“V”字型槽內固定，也可用木制三角固定架和帆布吊兜固定（挖四個孔使其四肢下伸）。如沒有三腳架，也可以用犬固定臺。第五十八頁，共128頁。（十一）、猴的抓取與固定1、抓取方法：從籠內抓取時，飼養(yǎng)人員應右手持短柄網罩，左臂緊靠門側，以防止籠門敞開時猴逃出。右手將網罩塞入籠內，由上而下罩捕。當猴被罩住后，應立即將網罩翻轉取出籠外，罩猴在地，由罩外抓住猴的頸部，清掀網罩，再提取猴的手臂反背握住。2、固定方法：（1）徒手固定：將猴兩前肢反背其背后，操作者用一只手握著，用另一只手將猴兩后肢捉住即可固定。（2）固定架固定：使用“猴限制椅”或“猴固定架”進行固定。第五十九頁，共128頁。二、實驗動物被毛去除法1.拔毛法：在各種動物做后肢皮下靜脈注射或采血，特別是兔耳緣靜脈注射或采血時常用。動物固定→拇指和食指拔去所需部位毛→涂一層凡士林。2.剪毛法：動物固定→水濕潤剪毛部位→將局部皮膚繃緊→用彎頭手術剪緊貼皮膚剪毛。3.剃毛法：動物固定→肥皂水浸潤剃毛部位→順被毛方向剃毛（若用電動剃刀則逆被毛方向剃毛）。第六十頁，共128頁。4.化學脫毛法：常用于大動物無菌手術、局部皮膚刺激性實驗、觀察動物局部血液循環(huán)或其它各種病理變化。⑴方法：動物固定→剪短脫毛部位被毛→用棉球或紗布沾取脫毛劑→在脫毛部位涂成薄層→2~3分鐘后用溫水洗滌脫下的被毛→干紗布擦干→涂一層油脂。⑵常用脫毛劑：硫化堿、硫化鈉、硫化鈣、硫化鍶、硫化鋇、三硫化二砷。⑶配方：Ⅰ、硫化鈉:肥皂粉:淀粉=3:1:7加水適量調成膏狀。Ⅱ、硫化鈉:淀粉:糖:甘油;硼砂:水=8:7:4:5:1:75調成糊狀。Ⅲ、8%的硫化鈉溶液以上脫毛劑配方適用于家兔、大鼠、小鼠等小動物脫毛。Ⅳ、硫化堿10g、生石灰15g，加水至100ml，溶解即可。此配方適用于犬等大動物的脫毛。第六十一頁，共128頁。三、實驗動物的麻醉（一）、常用的麻醉劑1、揮發(fā)性麻醉劑包括乙醚、氯仿等。2、非揮發(fā)性麻醉劑包括苯巴比妥鈉、戊巴比妥鈉、硫噴妥鈉、氨基甲酸乙脂、水合氯醛。3、中藥麻醉劑包括洋金花、氫溴酸東莨菪堿等。第六十二頁，共128頁。（二）、動物的麻醉方法

1、全身麻醉（1）、吸入麻醉：多采用乙醚做麻醉藥。把帶有乙醚的棉球放入玻璃容器內，揮發(fā)后將動物放入容器內4~6分鐘，動物失去運動力后立即取出動物以避免麻醉過深致死。此法多用于短期操作性實驗，乙醚麻醉的優(yōu)點是蘇醒快，但是對呼吸道刺激性大，長時間容易窒息死亡。（2）、注射麻醉：大、小鼠和豚鼠常采用腹腔注射法進行全身麻醉，犬、貓、兔等既可腹腔注射也可靜脈注射給藥。注射時，先用麻醉藥總量的2/3，密切觀察動物生命體征的變化，如已經達到所需麻醉的程度，余下的麻醉藥則不用，避免麻醉過深抑制大腦呼吸中樞導致動物死亡。第六十三頁，共128頁。

各種動物常用的全身麻醉劑的劑量及途徑注:i.p指腹腔注射,i.m指肌肉注射,s.c指皮下注射,i.v指靜脈注射

劑量(mg/kg體重)動物注射戊巴比巴比苯巴比硫噴異戊巴氯胺酮氯醛糖烏拉坦途徑妥鈉妥鈉妥鈉妥鈉妥鈉比妥鈉(20%~25%)(1%~3%)(1%~2%)(5%~10%)(10%)小鼠i.p50~80200/15~20100100~200//i.m///////1350大鼠i.p40~50200/40~100100100~200550/i.m///////1350s.c//100~110////800~1000豚鼠i.p30~45100//100///i.m///20~50///1350兔i.p25~40///80~100///i.v20~30225~300/15~2040~50/80~100750~1000犬i.p30//20~5080~10010~40//i.v3022550~10015~2040~50/60750~1000口服/350////1001500第六十四頁，共128頁。2、局部麻醉（1）、表面麻醉:利用局部麻醉藥的組織穿透作用，透過粘膜，阻滯淺表的神經末梢，稱為表面麻醉。常用利多卡因，眼部用藥點滴、鼻內用藥涂敷、咽喉氣管用藥噴霧、尿道灌注給藥。（2）、區(qū)域阻滯麻醉：在手術區(qū)內四周和底部注射麻醉藥阻斷疼痛的向心傳導，稱為區(qū)域阻滯麻醉。常用普魯卡因。（3）、神經干(叢)阻滯麻醉：在神經干(叢)的四周注射麻醉藥，阻滯其傳導，使其所支配的區(qū)域疼痛感覺消失，稱為神經干(叢)阻滯麻醉。常用利多卡因。（4）、局部浸潤麻醉：沿手術切口逐層注射局部麻醉藥，阻滯組織中的神經末梢，稱為局部浸潤麻醉。常用普魯卡因。第六十五頁，共128頁。3、麻醉注意事項（1）有些麻醉藥，如乙醚揮發(fā)性很強，易燃，使用時應遠離火源，平時應妥善保存。（2）應特別注意各種麻醉藥的劑量和給藥途徑，切莫因藥量過大而引起中毒或死亡。（3）注射時，一般要求緩慢注入，并隨時觀察動物肌肉的緊張性、角膜反射、呼吸頻率、疼痛反射等指標。（4）注意保溫，采取實驗桌內裝燈、電褥、臺燈照射等。（5）萬一麻醉過量，根據不同情況采取措施，如施行人工呼吸、給予蘇醒劑或注射強心劑、咖啡因、腎上腺素、可拉明等，也可以靜脈注射5%溫熱的葡萄糖溶液。第六十六頁，共128頁。四、實驗動物給藥途徑與方法（一）、注射法給藥1.皮內注射：將藥液注入皮膚的表皮與真皮之間。用于接種、過敏實驗、觀察皮內反應及皮膚血管的通透性等。方法為脫毛消毒→刺入皮內→向上挑起稍退一些針后再稍刺入→注入藥液，此時可見皮膚表面鼓起一白色小皮丘，若隆起可維持一定時間，則證明藥液確實注射在皮內。2.皮下注射：用左手拇指與食指輕輕捏起動物皮膚，右手持針將其刺入皮下，如果針頭易擺動證明已在皮下，可推進藥液，拔針后輕按針孔片刻防止藥液逸出。小鼠一般在背部、大鼠在背頸部或側下腹部、豚鼠在大腿內側或背部、兔在背部或耳根部、貓犬在大腿外側。第六十七頁，共128頁。第六十八頁，共128頁。第六十九頁，共128頁。3.肌肉注射：一般選擇肌肉發(fā)達而且無大血管經過的部位，犬、貓、兔多選臀部，大、小鼠多選股部。注射時針尖穿過皮膚后，再往深部刺入肌肉，此時針尖不能自由活動，回抽注射器無回血，即可注射。一般小動物選擇5或5.5號針頭，大動物選用6或6.5號針頭。注意，注射時針頭與肌肉成60。角，一次性刺入，小鼠每次注入量不超過0.1ml。4.腹腔注射：將動物固定，然后在左或右下腹皮下，將針頭向前推0.5~1.0cm，再以45。角斜穿腹肌，緩慢注入藥液。注藥之前有落空感，回抽無腸液、尿液后方可注藥。小鼠一次注射量為0.1~0.2ml/10g(體重)，大鼠為1~2ml/100(體重)。第七十頁，共128頁。第七十一頁，共128頁。第七十二頁，共128頁。第七十三頁，共128頁。第七十四頁，共128頁。5.靜脈注射：實驗動物不同所選靜脈注射部位也不同。大、小鼠一般選用尾靜脈，兔選用耳緣靜脈，犬選用后肢小隱靜脈或前肢內側皮下靜脈注射。一般只限于液體藥物，若是懸濁液，可能引起血管栓塞。⑴大、小鼠尾靜脈注射：尾靜脈有3條，左右兩側和背側各有1條，由于兩側靜脈比較容易固定，所以常被采用。操作時，先將動物固定在暴露尾部的固定器內（燒杯等），除毛后，將尾部置于45℃~50℃的溫水中浸泡1~2分鐘或用75%酒精棉反復擦拭使血管擴張，以左手拇指和食指捏住尾兩側，使靜脈充盈，注射時針頭盡量采取與尾部平行的角度進針，完畢后把尾部向注射側彎曲止血。一次注射量為0.05~0.1mg/10g(體重)第七十五頁，共128頁。⑵兔耳緣靜脈注射：兔耳緣靜脈表淺易固定而常被采用。操作時，先固定兔子，而后用75%酒精棉球反復擦拭使血管充盈，左手食指、中指夾住靜脈近心端，拇指繃緊靜脈遠心端，無名指和小指墊在耳下邊，針從靜脈末端刺入并順血管方向平行刺入1cm左右，回抽有血后再用拇指固定針頭，放開食指和中指將藥液注入，拔針后用酒精棉球壓迫幾分鐘，防止流血和消毒。⑶犬的靜脈注射：多采用前肢內側皮下靜脈或后肢小隱靜脈，在靜脈血管近心端用橡皮帶扎緊，使血管充盈，從靜脈的遠心端平行進針，回抽有血后松開橡皮帶，將藥液緩慢注入。第七十六頁，共128頁。第七十七頁，共128頁。第七十八頁，共128頁。⑷豚鼠的靜脈注射：同犬的靜脈注射方法，也可以象兔一樣采用耳緣靜脈注射。6.淋巴囊注射：主要用于蛙類。腹部淋巴囊和頭背部淋巴囊常作為蛙類給藥途徑。采用腹部淋巴囊給藥時，將針頭從蛙大腿上端刺入，經大腿肌層入腹壁肌層，再進入腹壁皮下，然后注入藥物；采用胸淋巴囊給藥時，將針頭刺入口腔，使穿過下頜肌層入胸淋巴囊內注射藥物，一次最大給藥劑量為1ml。蛙全身分布為咽、胸、背、腹側、腹、大腿和腳等七個淋巴囊。第七十九頁，共128頁。第八十頁，共128頁。第八十一頁，共128頁。

（二）、經口給藥法1.自動口服法：將藥物放入飼料或飲水中，讓動物自動攝入，方法簡單不費工夫，也不會給動物造成損傷。但很難掌握給藥量，有時藥物在常溫下還會分解。這種方法一般適用于動物疾病的防治、藥物的毒性觀察、某些與食物有關的人類疾病動物模型的復制等。2.強制灌胃給藥：就是用灌胃器將藥品直接強制灌入胃內。這種方法能準確掌握給藥量、給藥時間，并能發(fā)現(xiàn)和記錄癥狀出現(xiàn)的時間及經過。缺點是費時、同時給動物帶來一定的損傷和心理影響。因此，如果操作技術熟練對動物的不良影響就可以減少一些。第八十二頁，共128頁。⑴大、小鼠、豚鼠的灌胃法：左手抓住鼠背頸部皮毛將動物固定，右手持灌胃器，將灌胃針從口腔插入，沿咽后壁插入食道，使其前端達到膈肌水平，為防止插入氣管，應回抽注射器針栓，如無空氣被抽回，即可將藥液注入。小鼠進針約3~4cm、大鼠、豚鼠為4~6cm，常用灌胃量小鼠為0.2~1.0ml、大鼠為1~4ml、豚鼠為1~5ml。⑵兔、犬、貓的灌胃法：先固定動物，然后將開口器固定在動物口中，壓住舌頭，然后將灌胃管從開口器小孔插入食道，將另一端浸入水中，如有氣泡逸出，說明誤入氣管需拔出重插，插好后將藥液推入，為避免藥液殘留需再注入5ml生理鹽水。兔、貓插入為15cm左右，犬為20cm左右。一次耐受量兔為80~150ml，犬為200~500ml。第八十三頁，共128頁。第八十四頁，共128頁。第八十五頁，共128頁。第八十六頁，共128頁。各種動物一次灌胃能耐受的最大容積

動物種類體重（g）最大容積（ml）小鼠＞301.025~300.820~240.5豚鼠＞3006.0250~3004.0~5.0大鼠＞3008.0250~3006.0200~2494.0~5.0100~1993.0家兔＞35002002500~35001502000~2400100貓＞3000100~1502500~300050~80犬10000~15000200~500第八十七頁，共128頁。（三）、其他途徑給藥法⒈直腸給藥：多用于家兔，將藥物通過肛門直接注入動物直腸內，經直腸壁吸收，注意不要誤入陰道。⒉呼吸道給藥：以粉塵、氣體、蒸汽、霧等狀態(tài)存在的藥物或毒氣，均通過動物呼吸道給藥。⒊皮膚給藥：為了鑒定藥物或毒物經皮膚的吸收作用、局部作用、致敏作用和光感作用等，均采用皮膚給藥。⒋脊髓腔內給藥：此法主要用于椎管麻醉或抽取腦脊液。第八十八頁，共128頁。⒌關節(jié)腔內給藥：主要用于大中型動物，給兔子注射時首先將兔仰臥固定，在臏韌帶附著點外上方約0.5cm處進針，針頭從前上方向下后方傾斜刺入，直至針頭遇到阻力變小為止，然后針頭稍后退，以垂直方向推進關節(jié)腔中。當有刺破薄膜的感覺時即可注入藥液。⒍腦內給藥：常用于微生物學試驗。將病原體接種于被檢動物腦內，然后觀察接種后的變化。⒎小腦延髓池給藥：此種給藥方法都是在動物麻醉情況下進行，而且常用于大動物如犬等，小動物很少采用。第八十九頁，共128頁。四、實驗動物用藥量及計算方法㈠給藥劑量的確定⒈先用小鼠粗略地摸索中毒劑量或致死劑量，然后用小于中毒的劑量，或取致死量的若干分之一為應用劑量，一般取1/10~1/5。⒉植物藥粗制劑的劑量多按生藥量折算。⒊化學藥品可參考化學結構和作用都相似的藥物劑量。⒋一般情況下，在適宜的劑量范圍內，藥物的作用常隨劑量的加大而增強。所以有條件時，最好同時用幾個劑量作實驗，以便迅速獲得關于藥物作用的較完整的資料。如實驗結果出現(xiàn)劑量與作用強度之間毫無規(guī)律時，則更應慎重分析。第九十頁，共128頁。⒌用大動物進行實驗時，開始的劑量可采用用于鼠類劑量的2/5~1/2，以后可以根據動物的反應調整劑量。⒍根據動物的年齡大小和體質強弱確定給藥劑量，一般說確定的給藥劑量是指成年動物的；如幼小動物，劑量應減少。如以狗為例：6個月以上的給藥量為1份時，3~6個月的狗給1/2份，45~89日齡給1/4份，20~44日齡給1/8份，10~19日齡給1/16份。⒎根據給藥途徑不同確定給藥劑量，如以口服量為100ml時，灌腸給藥量為100~200ml，皮下注射為30~50ml，肌肉注射為25~30ml，靜脈注射為25ml。第九十一頁，共128頁。㈡實驗動物間用藥量的計算方法動物實驗所用的藥物劑量，一般按mg/kg體重或g/kg體重計算，應用時須用已知藥液的濃度換算出相當于每kg體重應注射的藥液量(ml)，以便給藥。㈢人與動物及各類動物間藥物劑量的換算方法

dB=dA×ＲＢ/ＲA×(WA/WB)1/3公式中:dA、dB是AB兩種動物kg體重的劑量(mg/kg)ＲA、ＲＢ是動物的體形系數(shù)。R可由表查到。WA、WB是動物體重動物種類小鼠大鼠豚鼠家兔貓猴犬人體形系數(shù)(R)5990999382111104100第九十二頁，共128頁。五、實驗動物采血和采液方法（一）、采血1、大、小鼠采血（1）剪尾采血：適用于少量采血。固定動物，將尾部浸在45℃左右的溫水中數(shù)分鐘或用酒精棉球涂擦鼠尾，使尾部血管充盈，剪去尾尖0.3~0.5厘米，讓血液沿管壁自由流入盛器或用血紅蛋白吸管吸取。采血結束后，傷口消毒并壓迫止血。也可在鼠尾做一橫切口，割破尾動脈或靜脈，收集血液方法如上。每只鼠可采血10余次以上。小鼠每次采血0.1ml，大鼠0.3~0.5ml。（2）鼠尾刺血法：適用于采血量不多時。先將鼠尾用溫水浸泡和擦拭，使鼠尾充血。用7或8號注射針頭刺入鼠尾靜脈，拔出針頭時即有血液滴出，一次可采集0.1~0.5ml。如果長期反復采血，應先靠近鼠尾末端穿刺，以后再逐漸向近心端穿刺。第九十三頁，共128頁。（3）眼眶靜脈叢采血：左手拇指、食指從背部較緊地握住小鼠或大鼠的頸部（防止動物窒息），輕輕壓迫動物頸部兩側，使眶后靜脈叢充血。右手持接7號針頭的1ml注射器或長頸（3~4cm）硬質玻璃滴管（毛細管內徑0.5~1.0mm），使采血器與鼠面成45°夾角，由眼內角刺入，針頭斜面先向眼球，刺入后再轉180°使斜面對著眼眶后界。刺入深度小鼠約2~3mm，大鼠約4~5mm。當有阻力時即停止推進，同時將針退出約0.1~0.5mm，邊退邊抽。若穿刺適當血液能自然流入毛細管內，當?shù)玫剿璧难亢?，即除去加于頸部的壓力，同時將采血器拔出，防止術后穿刺口出血。體重20~25g的小鼠每次可采血0.2~0.3ml；體重200~300g大鼠每次可以采血0.5~1.0ml。（4）心臟采血：小鼠心臟小、心率快，采血困難；大鼠可以采用此法，仰臥固定，選擇心跳最明顯的部位，通常在胸骨左緣的正中作穿刺。第九十四頁，共128頁。

（5）斷頭采血：左手拇指和食指以背部較緊地握住鼠頸部皮膚，并使動物頭朝下傾的姿勢。右手用剪刀猛剪鼠頸，約1/2~4/5的頸部全剪斷，讓血液自由滴入盛器。小鼠可采約0.8~1.2ml；大鼠約5~10ml。（6）頸動、靜脈采血：動物仰臥固定，切開頸部皮膚，分離皮下結締組織，充分暴露頸動、靜脈用注射器吸出血液。（7）腹主動脈采血：動物麻醉、仰臥固定，腹正中線切開腹腔，清晰暴露腹主動脈，用注射器吸出血液。或用無齒鑷子剝離結締組織，夾住動脈近心端，用尖頭手術剪刀剪斷動脈，使血液噴入盛器。（8）股動（靜）脈采血：由助手握住動物，采血者左手拉直動物下肢，使靜脈充盈；或者以搏動為指標，右手用注射器刺入血管。體重15~20g小鼠采血約0.2~0.8ml，大鼠約0.4~0.6ml。第九十五頁，共128頁。2、豚鼠采血法（1）耳緣剪口采血:用銳器割破耳緣，在切口邊緣涂抹20%檸檬酸鈉溶液以阻止血凝，血可自切口自動流出?？刹裳?.5ml左右。（2）心臟采血：選擇心跳最明顯的部位，通常在胸骨左緣的正中作穿刺。詳細操作見兔心臟采血。成年豚鼠每周采血不超過10ml。（3）股動脈采血：動物仰臥固定，剪去腹股溝區(qū)的毛，麻醉后，局部碘酒消毒。切開長約2~3cm的皮膚暴露股動脈。用鑷子提起股動脈，遠端結扎，近端用止血鉗夾住，在動脈中央剪一個小孔。用無菌玻璃小導管或塑料管插入，放開止血鉗，血液由導管口流出。一次可采血10~20ml。（4）背中足靜脈采血：固定動物，將膝關節(jié)伸直，動物腳背面酒精消毒，找到背中足靜脈，以左手的拇指和食指拉住其趾端，右手刺入靜脈采血。第九十六頁，共128頁。3、兔采血法（1）耳靜脈采血：常用采血法之一，可反復取血。方法同耳靜脈給藥，但需逆血流方向進針，最多一次采血5~10ml。（2）耳中央動脈采血：盒式固定，左手固定兔耳，右手持注射器，在動脈的末端，沿動脈平行向心方向刺入，取血完畢后注意止血。一次可達15ml。（3）心臟采血：仰臥固定，在第三、四肋間左緣3mm處垂直進針刺入心臟，血液即流入針管。一次取血20~25ml。（4）后肢脛部皮下靜脈采血：仰臥固定，拔去脛部被毛，在脛部上端股部扎橡皮管，左手固定好靜脈，右手持注射器與皮下靜脈平行方向刺入血管，回抽有血后即可取血。一次可以取2~5ml。（5）股靜脈、頸靜脈采血：先作股靜脈和頸靜脈暴露分離手術，再采血。第九十七頁，共128頁。

實驗動物的血液采集

采血部位及采血量采血方式采血部位采血量(ml)采血前處置

小鼠大鼠部尾靜脈0.03~0.050.3~0.5分尾動脈0.1~0.30.5~1.0采足背中靜脈0.1~0.3血眼窩靜脈叢0.05~0.10.5~1.0麻醉(不麻亦可)

頸靜脈0.5~1.03~5麻醉手術全頸動脈0.5~1.03~5同上斷頭0.5~1.05~10麻醉(不麻亦可)采心臟0.5~0.83~5麻醉、手術后大靜脈0.5~1.02~4同上血腹大動脈5~82~4同上第九十八頁，共128頁。

采血部位及采血量

動物采血部位采血量（ml）采血前處理

豚鼠耳動脈（部分）＜0.5耳靜脈（部分）＜0.5心臟（全部）5~10（全采血時也有麻醉、手術開胸后直視下采血的方法）

后大靜脈(全)3~5麻醉、手術腹動脈(全)5~10同上頸靜脈(全)3~5同上家兔耳靜脈(部分)2~5耳動脈(部分)5~10心臟(全)80~100頸動脈(全)80~120麻醉、手術

第九十九頁，共128頁。第一百頁，共128頁。（二）、實驗動物的體液采集1.尿液的采集⑴代謝籠法：此法較常用，適用于大、小鼠、沙鼠、豚鼠、兔等中小動物。將動物放在特制的籠內，動物排便時，可以通過籠底的大小便分離漏斗將尿液與糞便分開，達到采集尿液的目的。有的代謝籠除可以采集尿液外，還可以收集糞便及二氧化碳。⑵導尿管法：此法適用于雄性兔、犬。動物輕度麻醉后，固定于手術臺上，用導尿管（頂端用液體石蠟涂抹）經尿道插入膀胱，可采到無污染的尿液。第一百零一頁，共128頁。⑶壓迫膀胱法：將動物輕度麻醉后，用手在動物下腹部加壓，手要輕柔而有力。當外加的壓力足以使動物膀胱括約肌松弛時，尿液會自動由尿道排出。此法適用于貓、犬、兔等較大動物。⑷膀胱穿刺法：將動物麻醉后固定在手術臺上，在恥骨聯(lián)合上腹正中線剪毛，消毒后進行穿刺，入皮后針頭應稍改變角度，以避免穿刺后漏尿。⑸反射排尿法：此法適用于小鼠，因小鼠被人抓住尾巴提起時排便反射比較明顯，故需要采集少量尿液時，可采用此法。操作者應在提起動物的同時，迅速用容器接住尿液。⑹剖腹采尿法：剖腹暴露膀胱，用左手持小平鑷夾住小部分膀胱壁，右手持針在該部位直接穿刺抽取尿液。第一百零二頁，共128頁。2.胸、腹水的采集⑴胸水的采集：主要采用胸膜腔穿刺術。動物立位或側臥固定→術部剪毛、消毒、局部浸潤麻醉→左手將術部皮膚向側方移動→右手持穿刺套管針沿緊靠肋骨前緣處皮膚垂直慢慢刺入→阻力消失或有落空感→抽取胸水⑵腹水的采集：主要采用腹膜腔穿刺術。動物自然站立固定→術部（恥骨前緣與臍之間，腹中線兩側）剪毛、消毒、局部浸潤麻醉→左手拇指、食指緊繃穿刺部位的皮膚→右手控制穿刺深度做垂直穿刺→腹水流出→立即固定針頭及注射器的位置連續(xù)抽吸注意：抽吸速度不要太快，腹水多時不要一次大量抽出，以免因腹壓突然下降導致動物出現(xiàn)循環(huán)功能障礙等問題。第一百零三頁，共128頁。3.唾液的采集⑴直接抽吸法：在急性實驗中，可用吸管直接插入動物口腔或唾液腺導管抽吸唾液，不足在于從口腔抽吸的唾液會混入雜質。⑵制備腮腺瘺法：用手術方法將腮腺導管開口移向體外，即以腮腺導管開口為中心，切成一直徑2~3cm的圓形粘膜片，將此粘膜片與周圍組織分開，穿過皮膚切口引到頰外，將帶有導管開口的粘膜片與周圍的皮膚縫合，腮腺分泌的唾液就流出頰外，這種方法可以收集到比較純凈的唾液。第一百零四頁，共128頁。四、實驗動物的急救及處死方法（一）、實驗動物的急救措施（二）、實驗動物的處死方法第一百零五頁，共128頁。（一）、實驗動物的急救措施

當實驗進行中因麻醉過量、大失血、過強的創(chuàng)傷、窒息等各種原因，而使動物血壓下降甚至測不到。呼吸極慢或無規(guī)則甚至呼吸停止、角膜反射消失等臨床死亡癥狀時，應立即急救，急救的方法可根據動物的情況而定，對狗、兔、貓常用的急救措施有以下幾種。1、針刺針刺人中穴對挽救家兔效果較好；對狗用每分鐘幾百次頻率的脈沖電刺激膈神經效果較好。2、注射強心劑可以靜脈注射0.1%腎上腺素1ml，必要時可直接心臟注射。當動物注射腎上腺素后，若心臟已經搏動但極為無力時，可靜脈或心腔內注射1%氯化鈣5ml。第一百零六頁，共128頁。3、注射呼吸中樞興奮藥可靜脈注射尼可剎米或山梗菜堿。每只動物一次注25%尼可剎米1ml或1%山梗菜堿0.5ml。4、動脈快速注射高滲葡萄糖液一般常采用動物股動脈逆血流加壓、快速、沖擊式注入40%葡萄糖液。注射量根據動物而定，如狗可按2~3ml/kg體重計算。這樣可刺激動物血管內感受器，反射性地引起血壓呼吸的改善。第一百零七頁，共128頁。5、動脈快速輸血、輸液

在作失血性休克或死亡復活等實驗時采用。可在動物的股動脈插一軟塑料套管，連接加壓輸液裝置。當動物發(fā)生臨床死亡時，即可加壓（180~200mmHg），快速從股動脈輸血和輸入低分子右旋糖酐。如實驗前動物曾用肝素抗凝，由于微循環(huán)血管中始終保持暢通，不出現(xiàn)血管中血液凝固現(xiàn)象，因此就是動物出現(xiàn)臨床死亡后數(shù)分鐘，采用此種急救措施仍易救活。第一百零八頁，共128頁。6、人工呼吸

可采用雙手壓迫動物胸廓進行人工呼吸，如有電動人工呼吸器，可行氣管分離插管后，再接人工呼吸器進行人工呼吸。一旦見到動物自主呼吸恢復，即可停止人工呼吸。有條件時，當動物呼吸停止，而心搏極弱或剛停止時，可用5%CO2和60%O2的混合氣體進行人工呼吸，效果更好。采用人工呼吸器時，應調整其容量：大鼠為50次/分鐘，每次8ml/kg（即400ml/kg/分鐘）；兔和貓為30次/分鐘，每次10ml/kg（即300ml/kg/分鐘）；犬為20次/分鐘，每次100ml/kg（即2000ml/kg/分鐘）第一百零九頁，共128頁。（二）、實驗動物的處死方法

處死實驗動物應遵循動物安樂死的基本原則，即盡可能縮短動物死亡時間，盡量減少其疼痛、痛苦。1、化學致死法此法適用于各種動物，可吸入二氧化碳、乙醚、氯仿等致死。因乙醚易引起火災，氯仿對人有較大毒性。而二氧化碳對人很安全，處死動物效果確切，故最好使用二氧化碳。也可靜脈注射一定量的氯化鉀溶液、福爾馬林溶液、士的寧、DDT致死。2、脊椎脫臼法大、小鼠常用。將動物放在鼠籠蓋或粗糙的表面上，用左手拇指與食指用力按住鼠頭，右手抓住鼠用力向后上方拉，使頸椎脫臼，鼠立即死亡。第一百一十頁，共128頁。3、空氣栓塞法此法適用于犬、貓、兔、豚鼠等較大動物。向動物靜脈內注入一定量的空氣，使之發(fā)生栓塞而死。一般兔、貓等靜脈內注入20~40ml空氣即可致死。每條犬由前肢或后肢皮下靜脈注入80~150ml空氣，可很快致死。此法常出現(xiàn)動物長時間掙扎，從動物保護的角度出發(fā)，不提倡使用。4、急性失血法小鼠等小動物可采用頸總動脈大量失血而致死的方法。犬等大型動物先麻醉后放血，要使放血的切口保持通暢，一般在股三角區(qū)橫切約10cm的切口，切斷股靜、動脈，使之大量失血而死亡。采用此方法，動物十分安靜，對臟器無損傷，對活殺采集病理切片標本是一種較好的方法。第一百一十一頁，共128頁。5、擊打法此法適用于大鼠、家兔等。抓住動物尾部，提起，用力摔擊其頭部，或用小木錘用力擊打后腦部也可致死。6、斷頭法此法適用于大、小鼠等小型動物，具體方法與斷頭采血法相同。第一百一十二頁，共128頁。7、破壞腦脊髓法此法適用于蛙類。8、其他方法其他處死實驗動物的方法還有破壞延腦法、開放性氣胸法等。第一百一十三頁，共128頁。第四節(jié)影響動物實驗的因素

實驗動物對動物實驗處理的反應可用如下的公式表示：R=（A+B+C）×D±E其中：R為實驗動物的總反應或演出型；A為動物種間的共同反應；B為動物品種、品系特有的反應；C為動物個體反應；D為環(huán)境因素（包括實驗處理）；E為實驗誤差。可以看出A、B、C是實驗動物的本身反應，是由遺傳因素起決定性作用，被選擇的實驗動物，在嚴格控制環(huán)境因素D或改變其中某一條件后就可能得到一個理想的實驗結果R。第一百一十四頁，共128頁。一、生物因素對動物實驗的影響

生物因素涉及同種生物因素和異種生物因素等。1、實驗動物也存在社會地位和勢力范圍；2、實驗動物要有一定的活動面積和空間，要有合理的飼養(yǎng)密度。3、異種動物之間可產生相互影響，因此不同種、品系的動物應分室飼養(yǎng)。4、病原微生物對實驗動物的影響是明顯的。第一百一十五頁，共128頁。普通動物、SPF動物和無菌動物特點的比較項目普通動物清潔級動物SPF動物無菌動物微生物、寄生蟲有或可能有無無無長期實驗存活率約40%約60%約90%約100%應用動物的數(shù)量多少少少實驗準確設計不可能可能可能可能實驗結果有疑問明確明確明確第一百一十六頁，共128頁。二、遺傳因素對動物實驗的影響1、不同種屬的哺乳動物，其生命過程有一定的共性，這是科學實驗中可以應用實驗動物的基礎。但另一方面不同種屬的動物在解剖、生理生化特征和各種反應上又有個性。2、同種屬不同品系的動物對同一刺激的反應有很大的差異。3、動物的解剖生理特征和反應性隨年齡而明顯變化，老年動物代謝能力低下，反應不靈敏，一般動物實驗應選成年動物進行。慢性實驗或觀察動物的生長發(fā)育，應選擇幼齡動物。在老年醫(yī)學研究中，應選用老齡動物。論文設計要保證在動物生命周期內完成。第一百一十七頁，共128頁。4、不同品種和品系的實驗動物的壽命各不相同，所以選用實驗動物時應注意到實驗動物之間年齡的對應，以便進行分析比較。犬與人的年齡對應（年）5、不同性別的動物對同一藥物的敏感性不同，對同一刺激的反應也不一致。雌性動物在性周期的不同時期，懷孕和授乳時，機體的反應性差異很大。因此科研工作中一般選雄性動物或雌雄各半作實驗。犬12345678910111213141516人1520243436404448525660646872